Vien Sot ret Ky Sinh Trung - Con trung Quy Nhon

Sốt rét là một trong những căn bệnh do vector truyền gây ra bởi ký sinh trùng đơn bào thuộc chi Plasmodium. Những loài Plasmodium spp. là những ký sinh trùng nội bào có khả năng nhiễm vào và nhân lên bên trong các hồng cầu sau một giai đoạn phát triển thầm lặng không biểu hiện lâm sàng. Bốn loài gồm Plasmodium falciparum, P. malariae, P. ovale và P. vivax từ lâu đời đã được coi là nguyên nhân gây ra các ca nhiễm sốt rét tự nhiên ở người nhưng sự bùng phát gần đây của sốt rét do loài Plasmodium knowlesi tại vùng Đông Nam Á đã khiến các chuyên gia trong ngành cân nhắc xem nó là loài ký sinh trùng thứ 5 ở người và đến năm 2012 đã được Tổ chức Y tế thế công nhận (WHO, 2012).

Các nghiên cứu gần đây trên những con khỉ sống ngoài tự nhiên tại châu Phi đã tiết lộ rằng loài P. falciparum, loài ký sinh trùng sốt rét nguy hiểm nhất đối với con người, không chỉ giới hạn ở vật chủ là con người như trước đây người ta vẫn tin vàquá trình phát sinh giống loài (phylogenetic lineage) của nó còn phức tạp hơn rất nhiều với những loài mới được xác định ở khỉ đột, tinh tinh lùn (bonobo) và tinh tinh (chimpanzee). Dù không có nhiều ấn tượng nhưng những dữ liệu mới về khía cạnh sinh vật học của of các loài P. malariae, P. ovale và P. vivax cũng đáng chú ý và đề cập đến.

Bốn loài Plasmodium spp. với vật chủ hạn chế hoặc vật chủ thích nghi từ lâu đời đã được coi là nguyên nhân gây ra sốt rét ở người gồm: Plasmodium falciparum, P. malariae, P. ovale và P. vivax. Đôi khi, con người cũng có thể bị nhiễm sốt rét một cách tự nhiên hoặc tình cờ bởi một số loài ký sinh trùng ở khỉ như là P. cynomolgi cynomolgi, P. cynomolgi bastianelli, P. simiovale, P. brasilianum, P. schwetzi, P. inui và P. knowlesi. Trong đó P. knowlesi là loài mới nổi gần đây cũng là một nguyên nhân quan trọng gây ra sốt rét ở người tại vùng Đông Nam Á, đặc biệt là vùng quần đảo Borneo của Malaysia từ năm 2004 và sẽ được thảo luận cùng với các loài Plasmodium spp. ở người khác.

Các loài Plasmodium spp. đã được coi là thuộc về ngành Apicomplexa đã tiến hóa từ bộ Coccidian bằng việc dần hoàn thiện các giai đoạn phức tạp hơn trong các vòng đời bị giới hạn trên một vật chủ đơn lẻ của chúng. Sau cùng, sự sống sót thành công của những ký sinh trùng này đòi hỏi việc hoàn thành vòng đời trên hai vật chủ khác nhau của hai loài không có họ hàng gần gũi với nhau về mặt tiến hóa (tức là con người và muỗi). Chi Plasmodium được chia nhỏ thành phân giống Plasmodium và Laverania thuộc phân bộ Haemosporidiidea.

Phạm vi (Domain)	Eukaryota
Giới (Kingdom)	Chromalveolata
Siêu ngành (Superphylum)	Alveolata
Ngành (Phylum)	Apicomplexa
Lớp (Class)	Aconoidasida
Bộ (Order)	Haemosporida
Dưới bộ (Suborder)	Haemosporidiidea
Họ (Family)	Plasmodiidae
Giống (Genus)	Plasmodia
Dưới giống (Subgenus)	Plasmodium; Laverania
Loài (Species)	P. falciparum, P. malariae, P. ovale, P. vivax, P. knowlesi

Plasmodium bao gồm 3 hệ gen: (1) Một hệ gen nhân bao gồm 14 nhiễm sắc thể tuyến tính; (2) Một hệ gen ty thể tuyến tính nằm trong số những hệ gen nhỏ nhất được biết đến; 3) một hệ gen lạp thể hình vòng tròn 35 kb có nguồn gốc tảo đỏ (red-algal), nằm trong apicoplast.

Tổng hợp từ các tác giả Spinello Antinori, Laura Galimberti, Laura Milazzo và Mario Corbellino, đang công tác tại khoa Khoa học Lâm sàng L. Sacco, Ban Bệnh lý miễn dịch và Các bệnh Truyền nhiễm, Đại học Milano, Ý cho thấy: Vòng đời của tất cả loài ký sinh trùng sốt rét (KSTSR) Plasmodium spp. ở người có đặc điểm là có giai đoạn sinh sản ngoại sinh hay còn gọi là sporogony, trong đó quá trình sinh sản xảy ra trong một số loài muỗi Anopheles spp. đặc hữu và một giai đoạn sinh sản vô tính nội sinh hay còn gọi là schizogony xảy ra trong vật chủ gồm có các động vật có xương sống. Giai đoạn sinh sản vô tính nội sinh bắt đầu khi các thoa/thoi trùng thông qua quá trình hút máu của muỗi, đi vào các tế bào nhu mô (parenchymal cell) của gan và trải qua quá trình phát triển và nhân lên, một quá trình được biết đến như là giai đoạn sinh sản vô tính tiền hồng cầu (pre-erythrocytic phase).

Trong vật chủ có xương sống, vòng đời của các Plasmodium spp. có đặc điểm là có một giai đoạn mô trong gan, sau đó là một giai đoạn máu, giai đoạn sau cùng dẫn đến xuất hiện các biểu hiện triệu chứng trên lâm sàng. Người ta thường cho rằng khi một con muỗi Anopheles spp. cái nhiễm bệnh đưa các thoa/thoi trùng vào trong máu, chúng có thể nhanh chóng di chuyển tới tế bào gan - nơi chúng xâm chiếm các tế bào gan của vật chủ. Tuy nhiên, các phát hiện mới đây dường như chỉ ra rằng còn tồn tại một quá trình xâm chiếm còn phức tạp hơn mà điển hình là sự tồn tại dai dẳng của các thoa/thoi trùng trong lớp chân bì (dermis) của da trong nhiều giờ đồng hồ và giải phóng chúng chậm chạp vào trong các mao mạch cũng như là sự di chuyển thông qua hệ bạch huyết.

Trong gan, các thoa/thoi trùng trải qua quá trình sinh sản và nhân lên của chúng trở thành một thể phân liệt mô (tissue schizont) có chứa hàng nghìn thể hoa thị (merozoite) (khoảng 10.000 ở loài P. vivax/ P. ovale và lên tới 30.000 ở loài P. falciparum). Quá trình sinh sản vô tính ngoại hồng cầu này khác nhau ở mỗi loài và mất thời gian trưởng thành tối thiểu 6 ngày ở loài P. falciparum và tối đa 16 ngày ở loài P. malariae.

Thể phân liệt trưởng thành vỡ ra (cùng với các tế bào gan bị nhiễm) giải phóng các thể hoa thị vào máu và chúng tích cực xâm nhập vào các hồng cầu bằng cách sử dụng hệ thống vận động actomyosin. Giai đoạn mô này kết thúc ở thời điểm và chỉ đặc biệt ngoại lệ đối với P. vivax và P. ovale (và các loài trên động vật linh trưởng, cụ thể khác như P. cynomolgy) có thể tồn tại trong gan như “thể ngủ” (hypnozoites/dormant form) và sau cùng gây ra hiện tượng tái phát (relapse).

Vòng đời máu bắt đầu khi các thể hoa thị xâm chiến các hồng cầu và giai đoạn từ khi nhiễm trùng ở vết muỗi đốt tới khi bắt đầu xuất hiện các thể tư dưỡng trong các hồng cầu được cọi là “giai đoạn tiềm tàng” (prepatent period). Giai đoạn này có đặc điểm khác nhau ở mỗi loài và bất biến, chẳng hạn giai đoạn này kéo dài 9 ngày ở P. falciparum, 11-13 ngày ở loài P. vivax, 10-14 ngày ở loài P. ovale, 15 ngày ở loài P. malariae và 9-12 ngày ở loài P. knowlesi (Bảng 2).

Bảng 2. Đặc điểm nhiễm trùng của 5 loài Plasmodium spp. ở trên người

Đặc điểm	P. falciparum	P. knowlesi	P. malariae	P. ovale	P. vivax
Giai đoạn tiền hồng cầu (ngày)	5-7	8-9	14-16	8-10	6-8
Giai đoạn tiềm tàng (ngày)	9-10	9-12	15-16	10-14	11-13
Chu kỳ hồng cầu (ngày)	48	24	72	50	48
Hồng cầu bị ảnh hưởng	Tất cả	Tất cả	HC trưởng thành	HC lưới	HC lưới
Mật độ KSTSR/ μL
• Trung bình	20.000-500.000	600–10,000	6000	9000	20,000
• Tối đa	2,000,000	236,000	20,000	30,000	100,000
Cơn sốt bộc phát (giờ)	16-36 hay hơn	8-12	8-10	8-12	8-12
Sốt rét ác tính	Có	Có	Không	Không	Có
Tái phát xa	Không	Không	Không	Có	Có
Tái xuất hiện	Có (thất bại điều trị)	Có	Có (có thể 30-50 năm sau cơn đầu tiên)	Không	Có (thất bại điều trị)

Ở bên trong các hồng cầu, thể tư dưỡng trưởng thành trong khoảng thời gian 24-72 giờ, một hiện tượng cũng khác nhau tùy thuộc vào mỗi loài, với việc sản sinh ra các thể phân liệt trong máu, mỗi thể phân liệt có chứa từ 6 đến 36 thể hoa thị. Các hồng cầu vỡ ra giải phóng vào máu một lượng lớn các thể hoa thị mới và chúng có thể nhiễm vào các hồng cầu khác. Khi các thể phân liệt vỡ ra gây nên xuất hiện cơn sốt thường kéo dài 8 đến 12 giờ (chu kỳ Golgi) và tiêu biểu xuất hiện 3 giai đoạn:

(1) Giai đoạn rét lạnh đánh dấu bởi sự xuất hiện tăng nhiệt độ nhanh chóng đi cùng với ớn lạnh;

(2) Giai đoạn nóng có sự xuất hiện sốt cực kỳ cao, giãn mạch máu da, đau đầu, đau cơ;

Tuy nhiên, điều đáng nói là sự xuất hiện của các cơn sốt có chu kỳ điển hình (sốt cách nhật hoặc cách ba ngày) xảy ra đồng bộ với các chu kỳ ký sinh trùng có trong máu và vì các ca sốt rét có biểu hiện triệu chứng thường được phát hiện sớm hơn trước đây, đặc điểm này giờ đây hiếm khi gặp phải trong thực hành lâm sàng khám chữa bệnh tại các quốc gia phương Tây. Trong quá trình sinh sản vô tính, một số các thể hoa thị tự biến đổi giới tính như cái (macrogametocytes - giao bào cái) hay đực (microgametocyres - giao bào đực), chịu trách nhiệm cho việc tiếp tục chu kỳ thoa/thoi trùng (sporogonic cycle) nếu được một con muỗi Anopheles spp. cái nuốt vào. Ban đầu người ta tin rằng các giao bào tồn tại trong máu trong một thời gian dài, nhưng một nghiên cứu thực hiện bởi Hawking và cộng sự đã tiến hành trên loài KSTSR P. knowlesi, P. cynomolgi và P. cathemerium (một loài Plasmodium spp. ở vịt) lại đi ngược lại với quan điểm này.

Họ đã chỉ ra rằng các giao bào phát triển thành giai đoạn nhiễm bệnh cho muỗi lâu hơn vòng đời vô tính của chúng một vài giờ và sau đó giữ nguyên tình trạng trưởng thành trong một thời gian ngắn khoảng vài giờ (5-12) sau cùng thoái hóa và biến mất khỏi máu. Cơ chế phân tử kích hoạt sự phát triển các giao bào cũng như là các yếu tố quyết định giới tính của giao bào vẫn chưa được hiểu rõ. Tuy nhiên, khoảng thời gian và các giai đoạn tiến trình sinh giao bào (gametocytogenesis) thay đổi khác nhau giữa các loài Plasmodium spp.

Sự phát triển giới tính của ký sinh trùng sốt rét (chu kỳ thoa/ thoi trùng hay sporogonic cycle) sẽ chỉ được hoàn thiện khi các giao bào đực và giai bào cái trưởng thành được tiêu hóa bởi một loài muỗi cái Anopheles phù hợp về sinh học trong một bữa ăn máu. Một bữa ăn máu của muỗi, thường trung bình 2 đến 3 µL và vì thế có chứa ít nhất một giao bào đực và một giao bào cái để có thể nhiễm bệnh.

Vị trí vật chủ mà muỗi đốt được lựa chọn thông qua các điều kiện vật lý (nhiệt, độ ẩm, thị giác) và hóa học đóng một vai trò trong quá trình định hướng và trú đậu của muỗi. Các vi khuẩn trên da cũng đóng một vai trò quan trọng trong việc sản sinh ra mùi hương cơ thể và chuyến các hợp chất không bay hơi thành các hợp chất bay hơi với các mùi đặc trưng. Trong một thí nghiệm hấp dẫn gần đây, Verhulst và cộng sự đã nghiên cứu sự thu hút của 48 người đàn ông đối với muỗi Anopheles gambiae - một loài rất ưa thích người về đêm, một trong những loài vector sốt rét chính tại châu Phi.

Họ đã cho thấy rằng những người có sự đa dạng vi khuẩn trên da nhiều hơn và có nhiều vi khuẩn Pseudomonas spp. và Variovorax spp. thì ít thu hút những con muỗi này hơn và họ đã đưa ra một giả thuyết về một hệ thống phòng thủ bẩm sinh được điều khiển bởi các gen phức hợp hòa hợp mô (MHC -Major Histocompatibility Complex).

Một khi đã ở trong ruột của muỗi, giao bào cái được phóng thích bởi các hồng cầu để trở thành giao tử cái (macrogamete) trong vòng 5 phút, trong khi các giao bào đực phân chia các nhân của nó chậm hơn khoảng 20 phút thành 8 giao tử đực hình roi chịu trách nhiệm cho việc thụ tinh các giao tử cái và quá trình này mất sau 1 giờ. Các hợp tử được tạo ra bởi việc hợp nhất hai nhân phát triển thành một trứng di động chậm, tích cực xâm nhập vào màng có ái lực ngoại vi (peritrophic) và biểu mô ruột. Trong 24-28 giờ sau khi tiêu hóa máu, các nang trứng phát triển và sau đó, nhân đơn của nó phân chia liên tục cho tới khi hình thành một nang trứng trưởng thành có chứa hàng nghìn thoa/ thoi trùng.

Thời gian cần thiết để phát triển nang trứng trưởng thành thường không cố định, dao động từ 7-30 ngày, sự khác nhau này ở mỗi loài bị ảnh hưởng bởi nhiệt độ xung quanh. Quá trình phát triển nang trứng là giai đoạn phát triển lâu nhất cũng như là giai đoạn ngoài tế bào duy nhất của vòng đời Plasmodium spp.

Các thoa/ thoi trùng tích cực trốn thoát khỏi nang trứng và chỉ có 25% số thoát ra khỏi nang trứng này di chuyển thông qua dòng chảy khoang máu (hemocoelomic fluid) tới các tế bào tuyến nang (acinal cells) của tuyến nước bọt sau khoảng một ngày cư ngụ, chúng có khả năng nhiễm bệnh cao. Chúng được lập trình tuân theo hành trình của chúng trong vật chủ là các động vật có xương sống vì chúng đã hoàn toàn mất khả năng tái nhiễm vào tuyến nước bọt. Khi muỗi đốt các vòi nhọn của chúng xuyên vào lớp chân bì đề dò tìm mạch máu và tiêm nước bọt vào, với khả năng chống đông máu của nước bọt này giúp cho việc hút máu trở nên dễ dàng. Các thoa/ thoi trùng có trong ống tuyến nước bọt được tiêm vào trong quá trình dò mạch máu dưới da với số lượng thường không quá 10-100.

Plasmodium (Laverania) falciparum (Welch, 1896) có khả năng gây bệnh cao và là loài ký sinh trùng đáng sợ nhất, gây ra bệnh sốt rét cho con người. Nó được phát hiện vào năm 1880 bởi tác giả Charles Alphonse Laveran, một bác sĩ phẫu thuật quân đội Pháp đang đóng quân tại Constantine - Algeria và ban đầu đặt tên bởi chính ông là Oscillaria malariae. Trong quá trình soi dưới kính hiển vi một giọt máu từmột người lính trẻ bị sốt, Laveran đã quan sát được một số thể hình cầu và có dạng hình liềm hay trăng lưỡi liềm với các roi chuyển động tích cực; ông đã quan sát được giai đoạn lông roi của giao bào đực của P. falciparum mà hiện tượng này sau đó đã được giải thích bởi tác giả Maccallum.

Giai đoạn nhú lông roi của các giao bào đực trong vòng đời của KSTSR xảy ra trong dạ dày muỗi sau khi tiêu hóa một bữa ăn máu nhiễm bệnh, nhưng trong các ca hiếm gặp nó cũng có thể được quan sát trong các lam máu ngoại vi của những người nhiễm bệnh, thông thường là do sự trì hoãn kéo dài trong việc chuẩn bị lam kính hoặc sự làm nóng sau đó.

Tổng số 85 quốc gia và vùng lãnh thổ thực sự được phân loại là có lưu hành bệnh sốt rét do loài P. falciparum , với ước tính 2,57 tỷ người đang sống trong khu vực nguy cơ lan truyền bệnh này. Trong số đó, 1,44 tỷ người sống trong các khu vực lan truyền bệnh ổn định, chủ yếu là ở châu Phi (52% so với tổng số ca trên toàn cầu) và khu vực Trung, Nam và Đông Á chiếm 46%.

Việc ước tính gánh nặng của sốt rét do P. falciparum là một nhiệm vụ khó khăn và phức tạp hóa bởi nhiều yếu tố như là các hệ thống báo cáo quốc gia không toàn diện và không hợp lý và các phép chẩn đoán không chính xác cùng với tỷ lệ mắc có thể được ước tính quá cao.

Bằng việc sử dụng các nguồn dữ liệu dịch tễ học và vẽ bản đồ cải tiến kết hợp với mô hình giả lập liên không gian - thời gian địa thống kê, Hay và đồng sự, đã ước tính rằng trong năm 2007 đã có 451 (95% khoảng tin cậy 349-553) triệu ca lâm sàng sốt rét P. falciparum. 60 phần trăm (271 triệu) đã xảy ra tại châu Phi (bao gồm Arab-Saudi và Yemen), và 39% tại 19 quốc gia Trung và Đông Nam Á với các nước chịu gánh nặng lớn nhất là Nigeria và Congo ở châu Phi và Ấn Độ và Myanmar tại vùng Trung và Đông Nam Á. Những con số này lại trái ngược với các ước tính gần đây nhất của Tổ chức Y tế thế giới báo cáo rằng vào năm 2010 ước tính 216 triệu (149-274 triệu) ca sốt rét toàn cầu với 655.000 ca tử vong (537,000-907,000).

Toàn bộ hệ gen của loài P. falciparum đã được giải trình tự và công bố vào năm 2003 trở thành một tiến bộ to lớn trong cuộc chống chiến lại loài ký sinh trùng nguy hiểm này. Hệ gen nhân, được phân bố trên 14 nhiễm sắc thể tuyến tính, bao gồm 5.365 gen, trong đó 1.817 gen có các chức năng đã biết.

Bảng 3. So sánh kích thước bộ gen, hàm lượng toàn phần SSR, thành phần A+T và G+C toàn bộ hệ gen của 3 hệ gen được giải trình tự của loài Plasmodium spp. gây sốt rét ở người

Loài Plasmodium	Kích thước toàn bộ bộ gen (Mb)	Số lượng gen	Hàm lượng SSR (%)	Hàm lượng A+T (%)	Hàm lượng G+C (%)
Plasmodium vivax	26.8	5,433	3.8	58	42.3
Plasmodium knowlesi	23.5	5,188	4.92	63	37.5
Plasmodium falciparum	23.3	5,403	10.5	81	19.4

Trong số 1.817 gen hoạt động của loài KSTSR P. falciparum, 81,6% đã được chứng minh là được bảo tồn với các gen của loài P. vivax và chỉ có 334 gen (18,5%) là khác với các loài trước đó. Khi so sánh với hệ gen của P. vivax và P. knowlesi, thì P. falciparum cho thấy hàm lượng cao hơn A+T và dù có kích thước hệ gen nhỏ nhất nhưng nó lại cho thấy hàm lượng cao nhất các chuỗi lặp lại đơn giản (simple sequence repeats SSRs), yếu tố được cho là chịu trách nhiệm cho sự phức tạp hệ gen (genome complexity) và tức là sự thích nghi tiến hóa nhanh.

Việc mô tả đặc điểm proteomic 4 giai đoạn của vòng đời ký sinh trùng (thoa/thoi trùng, thể hoa thị, thể tư dưỡng, giao bào) đã cho thấy rằng khoảng một nửa các protein thoa/thoi trùng là đặc thù riêng của giai đoạn này trong khi thể tư dưỡng, thể hoa thị và các giao bào có khoảng từ 20% đến 30% các protein độc nhất. Hơn nữa, chỉ có 152 protein (6%) được chia cho tất cả 4 giai đoạn và mức độ cao về tính sự đa dạng hệ protein (proteome) của mỗi giai đoạn trong vòng đời Plasmodium spp. cho thấy sự phối hợp cao các gen liên quan đến các quá trình chung. Tuy nhiên, các phân tích hệ gen có so sánh các hệ gen của Plasmodium spp. đã cho thấy rằng những gen dàn xếp các tương tác ký sinh trùng-vật chủ thường bị giới hạn ở một loài Plasmodium spp. đơn lẻ. Đối với P. falciparum, PfEMP1 (các protein màng hồng cầu nhiễm P. falciparum) được biết đã mã hóa bởi khoảng 60 thành viên của họ gen var. cụ thể, được coi là độc lực (virulence) chủ yếu của P. falciparum vì các protein PfEMP1 biểu thị trên bề mặt các hồng cầu bị nhiễm, có thể dàn xếp dính chặt tới cả tế bào không nhiễm và tế bào màng trong vật chủ.

Quá trình sinh sản vô tính ngoại hồng cầu (exoerythrocytic schizogony) của P. falciparum là một quá trình nhanh chóng và thường hoàn thành trong 5,5 ngày với việc tạo ra một thể phân liệt, có hình thái đa dạng, có chứa số lượng lớn thể hoa thị. Sau khi các thể phân liệt gan vỡ ra, mỗi thể phân liệt giải phóng thể hoa thị xâm chiếm một hồng cầu, đây là một quá trình phức tạp đòi hỏi sự nhận dạng giữa các thụ thể (trên hồng cầu) và phối tử (ligands) ở trên thể hoa thị. Trong trường hợp sốt rét do loài P. falciparum, các nghiên cứu trước đây đã xác định các thụ thể có thể giúp cho việc xâm chiến của thể hoa thị là axit sialic, glycophorin A, glycophorin B và glycophorin C. Một thụ thể hồng cầu khác không phụ thuộc axit sialic cho gen PfRh4 cơ thế bám dính P. falciparum, thụ thể bổ thể 1 (CR1 complement receptor 1) đã được xác định vào năm 2010. Tuy nhiên, không có cặp đôi nào trong số các cặp thụ thể - phối tử này được chứng minh là cần thiết trong tất cả chủng ký sinh trùng Plasmodium spp. được thử nghiệm. Gần đây, Crosnier và cộng sự đã xác định basigin, một kháng nguyên của nhóm máu Ok, là thụ thể thiết yếu cho sự xâm chiếm hồng cầu bởi P. falciparum. Basigin được biết như là CD147, EMMPRIN và M6 và là một thành viên của liên họ globulin miễn dịch (IgSF) có liên quan tới nhiều chức năng sinh học. Chi tiết hơn, basigin đã được chứng minh là một thụ thể cho PfRh5 và là một protein độc nhất trong số EBAs và Rhs không thể bị xóa khỏi bất kỳ chủng P. falciparum nào.

Quá trình sinh sản vô tính nội hồng cầu có đặc trưng là sự xuất hiện các thể nhẫn non trong máu trong khi các giai đoạn trưởng thành lại hiếm thấy trong máu ngoại biên. Các hồng cầu bị nhiễm cũng không phình to ra trong quá trình phát triển và các thể phân liệt trưởng thành thường chứa khoảng 8-32 thể hoa thị. Các giao bào của P. falciparum phát triển trong các cơ quan nội tạng và không xuất hiện cho tới khoảng 8-10 ngày sau khi bắt đầu có ký sinh trùng trong máu. Tiến trình sinh giao bào P. falciparum có đặc trưng là trải qua 5 tiểu giai đoạn riêng biệt về mặt hình thái.

Các giao bào P. falciparum chưa trưởng thành (giai đoạn I-IV) được cô lập khỏi sự tuần hoàn chu kỳ và chỉ những giao bào có hình dạng lưỡi liềm trưởng thành (giai đoạn V) mới được giải phóng khỏi máu ngoại biên và cuối cùng có thể nhiễm bệnh cho những con muỗi.

Gần đây, loài P. reichenowi được coi là tổ tiên gần nhất của P. falciparum được xem là một ký sinh trùng sốt rét ở loài tinh tinh, loài này được tin là đã phân nhánh từ “người anh em” ký sinh trên người của chúng cách nay 5-7 triệu năm. Tuy nhiên, một nghiên cứu gầy đây xuất bản vào năm 2010, các tác giả đã phân tích hơn 2.500 mẫu phân khỉ như là một nguồn DNA của Plasmodium spp., bằng cách sử dụng một kỹ thuật khuếch đại hệ gen đơn lẻ (single-genome amplification). Các tác giả đã cho rằng trình tự gen P. falciparum trên người bao gồm một dòng giống đơn lẻ lồng vào bên trong nhóm cùng huyết thống G1 của các ký sinh trùng ở khỉ đột do đó cho thấy rằng P. falciparum ở người có nguồn gốc từ khỉ đột chứ không phải là từ tinh tinh.

Hơn nữa, một vài báo cáo đã ấn bản vào năm 2010, đã cho thấy P. falciparum, khi đã được coi là loài đặc trưng mắc ở người, có thể nhiễm cho tinh tinh lùn, tinh tinh và khỉ đột và vì vậy những con khỉ châu Phi này cũng có thể đóng vai trò là nguồn chứa cho dạng ác tính của sốt rét ở người. Về vấn đề này, năm loài phát sinh mới bên trong phân giống Laverania đã được xác định trong chỉ một năm cung cấp một đại diện mới của sự phát triển chủng loại cho hai nhóm này. Nhóm A bao gồm 3 loài: P. gorA (nhiễm vào khỉ đột), P. gaboni và P. billbrayi (cả hai nhiễm tinh tinh) và nhóm B bao gồm P. falciparum và P. reichenowi và P. gorB (nhiễm khỉ đột) và P. billcollinsi (nhiễm vào tinh tinh). Sau cùng, các nhà nghiên cứu từ Mỹ đã bác bỏ quan điểm mới rằng P. falciparum đã được chuyển giao từ khỉ đột cho con người và về cơ bản phân tích của họ trên 45 chuỗi gen trực giao, đã chỉ ra rằng những ca nhiễm P. falciparum trên khỉ có thể là một hiện tượng lạ gần đây.

Plasmodium vivax (Grassi và Feletti, 1890) gây ra “sốt cách nhật không ác tính” dù rằng một vài báo cáo gần đây nghi ngờ về việc thiếu những biến chứng đe dọa tính mạng khi nhiễm phải loài này. Nó đã được xác định là một loài ký sinh trùng sốt rét riêng biệt cùng với P. malariae vào năm 1886 bởi Camillo Golgi mô tả các cơn sốt “cách ba ngày” và “cách nhật” điển hình và phủ nhận giả thiết của Laveran về sự xuất hiện một loài ký sinh trùng sốt rét đơn lẻ.

Năm 1890, Giovan Battista Grassi và Raimondo Feletti đã đặt tên chúng là Haemamoeba vivax và H. malariae. Toàn bộ hệ gen của P. vivax chủng Salvador I đã được giải trình tự và công bố vào năm 2008: với hệ gen nhân 26,8-megabase (Mb) cao hơn của P. falciparum và biểu thị các nhiễm sắc thể khác biệt so với các loài Plasmodium spp. trên người với một cấu trúc đường đẳng tích (isochore structure). Nó có chứa khoảng 5.433 các gen mã hóa protein và biểu hiện hầu hết hệ gen Plasmodium giàu GC (42,3%) được giải trình tự tính đến nay. Một phân tích gần đây về hệ protein (proteomeo) của P. vivax đã có thể xác định 7 protein hoàn toàn là đặc trưng của P. vivax và 16 protein không có điểm chung tương đồng nào ở P. falciparum (các protein 2 Vir và 8 P-fam) có thể biểu hiện trong độc lực/ tính kháng nguyên của P. vivax.

Plasmodium vivax xuất hiện trên khắp các vùng nhiệt đới với tỷ lệ nhiễm thấp ở vùng Đông và Trung, hay vùng cận sa mạc Sahara châu Phi. Theo ước tính gần đây cho thấy 40% dân số thế giới (2,6 tỷ người) nằm trong vùng nguy cơ lan truyền P. vivax với khoảng từ 130-145 ca sốt rét P. vivax mỗi năm. Nguồn gốc của P. vivax, cũng như với trường hợp P. falciparum luôn luôn là một câu hỏi gây tranh cãi với các giả thuyết khác nhau; sự phong phú của các loài sốt rét ở khỉ tại vùng Đông Nam Á cùng với các đặc điểm sinh học và hình thái học của P. vivax giống với những ký sinh trùng trên khỉ đuôi dài (Macaque spp.) tại đó nên người ta thường cho rằng nguồn gốc của P. vivax chính là ở Đông Nam Á. Ngược lại, tỷ lệ cao những người không có kháng nguyên trong nhóm máu Duffy trong số những quần thể người ở vùng cận sa mạc Sahara châu Phi đã được chỉ ra để tranh luận về nguồn gốc châu Phi của P. vivax.

Các nghiên cứu tiếp sau đó đã sử dụng dữ liệu liên quan đến các hệ gen ty thể hoàn thiện và các gen lạp thể và nhân để lập luận rằng P. vivax đã được đưa vào nhóm người tinh khôn (Homo sapiens) ở châu Á bởi một loài ký sinh trùng Plasmodium spp. và truyền sang cho những con khỉ đuôi dài.

Các thoa trùng/ thoi trùng của P. vivax, khi đã vào trong gan, tự phân hóa thành các thể phân liệt mô sơ cấp, hoặc thành các thể ngủ có thể gây ra tình trạng tái nhiễm về sau. Thuật ngữ “hypnozoite” có thể đã được tạo ra và được dùng cho sốt rét bởi Markus vào năm 1978 trong khi bằng chứng sinh học về sự tồn tại các thể ngủ là kết quả nghiên cứu trực tiếp của Krotoski và cộng sự. Yếu tố quyết định về mặt sinh học để chuyển sang hai con đường phát triển thành thể ngủ hoặc thể hoạt động hiện vẫn chưa được sáng tỏ dù bản chất tái nhiễm của sốt rét P. vivax đã được mô tả vào cuối thế kỷ 19 bởi Thayer, Bignami và Manson như đã được tóm tắt trong bài đánh giá gần đây bởi White.

Trong quá trình phát triển nội hồng cầu của P. vivax tất cả dạng có thể được tìm thấy trong máu ngoại biên và trong hầu hết các giai đoạn sự xuất hiện này có kích thước lớn hơn các loài Plasmodium trên người khác. Nó cũng gây ra sự phình to tế bào vật chủ do đó làm gia tăng khả năng biến dạng của các tế bào. Ký sinh trùng ưa xâm nhập vào các tế bào hồng cầu non hay các hồng cầu lưới như một vấn đề dường như giới hạn khả năng sinh sản của chúng với mức độ ký sinh trùng trong máu hiếm khi vượt quá 2% hồng cầu đang lưu hành. Sự xâm nhập các hồng cầu bởi các thể hoa thị P. vivax đòi hỏi sự tương tác với các thụ thể DARC (thụ thể kháng nguyên Duffy trên các chemokine) với những người âm tính Duffy được coi là kháng tự nhiên với loài ký sinh trùng sốt rét trên người này.

Tỷ lệ cao những người có nhóm máu Duffy (-) tại vùng Tây và Trung Phi từ lâu được coi là lý giải thích hợp lý nhất về sự khan hiếm sốt rét P. vivax ở những khu vực địa lý này. Tuy nhiên, trong những năm gần đây, một số nhà nghiên cứu cả ở châu Phi và Nam Mỹ đã có thể chứng minh rằng P. vivax đã tiến hóa và thích nghi theo cách vượt qua được con đường này và có thể xâm chiếm các hồng cầu cả ở những người không có kháng nguyên Duffy trong hồng cầu của họ. Thể tư dưỡng trẻ phát triển nhanh chóng và biểu thị chấm sắc tố đặc trưng sốt rét; sau đó nó đảm đương một hoạt động di động theo kiểu amip và một hốc lớn tạo thành một “lỗ” bên trong thể nhẫn cho tới khi sự phân tách nhân bắt đầu. Thể phân liệt trưởng thành có chứa trung bình 12-18 thể hoa thị và lấp đầy toàn bộ tế bào vật chủ.

Một trong những vấn đề gây tranh cãi và được quan tâm nhất có liên quan đến P. vivax chính là liệu có hay không việc nó tồn tại như là một loài đơn lẻ hoặc ngược lại các loài hoặc phân loài khác cũng tồn tại. Li và cộng sự đã chứng minh loài P. vivax bao gồm hai dòng riêng biệt với sự khác biệt kiểu hình có liên quan đến véc-tơ muỗi ưa thích của chúng và liên quan đến quá trình chuyển đoạn nhiễm sắc thể nhiễm sắc thể riêng biệt. Dựa trên những khác biệt về thời gian ủ bệnh và các khoảng thời gian tái phát mà từ lâu các kiểu hình khác nhau (chủng P. vivax Chesson, P. vivax Madagascar, St.Elizabeth, P. vivax North Korean, P. vivax Hibernans) chịu trách nhiệm cho sự xuất hiện khác nhau. Các chủng Madagascar và St.Elizabeth được coi là các kiểu hình điển hình của P. vivax) thường biểu hiện bệnh đầu tiên hai tuần sau kể từ khi bị muỗi đốt và sự tái phát sau đó khoảng 7-10 tháng nhưng các khoảng thời gian giữa các lần tái phát sau đó ngắn hơn.

Ngược lại, chủng P. vivax hibernans (phân bố ở Bắc Âu và Nga) biểu hiện các dấu hiệu bệnh ban đầu từ 8-10 tháng sau khi bị muỗi đốt. Sau cùng, chủng P. vivax Chesson cho thấy các lần tái phát rất thường xuyên và tỷ lệ tái phát cao. Yếu tố chính xác kích hoạt thể ngủ hiện vẫn chưa sáng tỏ và nhiều giả thiết như là áp lực bên ngoài, các tác nhân kích thích theo mùa hoặc muỗi đốt, đã được đưa ra. Ở loài muỗi Anopheles, sau khi thụ tinh chu kỳ hữu tính mất khoảng 8-10 ngày ở nhiệt độ 28^oC và 16 ngày ở nhiệt độ 20^oC trong khi ở dưới 15^oC thì chu kỳ thoa/ thoi trùng không thể hoàn thành.

Plasmodium ovale (Stevens, 1922) đã được phát hiện vào năm 1922 bởi Stephens đã quan sát loài này trong máu của một bệnh nhân ở Đông Phi với các hồng cầu nhiễm ký sinh trùng sốt rét có hình ovan và các rìa có lông roi và đã đặt tên cho loài này là P. ovale. Bằng việc sử dụng trình tự của gen SSUrRNA, các nhà khoa học đã xếp P. ovale thuộc vào hai kiểu gen đơn bội (haplotype) có tên cổ điển và dị bội. Cả hai kiểu cổ điển và dị bội đều không khác nhau về mặt hình thái học và đều cùng xuất hiện trên toàn cầu; dựa trên việc quan sát thấy rằng không có bằng chứng về sự tái tổ hợp bên trong hoặc giữa hai gen nào xuất hiện trong các mẫu đến từ nhiều nơi trên thế giới,

Sutherland và cộng sự đã tăng khả năng xảy ra việc tồn tại 2 loài này và đã đề xuất đặt tên cho hai loài này là P. ovale curtisi (kiểu cổ điển) và P. ovale wallikeri (kiểu dị bội) để vinh danh hai nhà sốt rét học Christofer Curtis (1939-2008) và David Walliker (1940-2007). P. ovale được phân phối ở vùng cận sa mạc Sahara, châu Phi, Đông Nam Á (Philippines, Myanmar, Việt Nam, Thái Lan), Trung Đông, tiểu lục địa Ấn Độ, Papua New Guinea và Irian Jaya, Đông Timor; nó chưa từng được báo cáo xuất hiện ở Nam Mỹ. Người ta đã ước tính rằng gánh nặng toàn cầu của P. ovale ở châu Phi có thể vượt quá 15 triệu ca bệnh hàng năm. Thời kỳ ủ bệnh (tức là khoảng thời gian từ khi bị muỗi đốt đưa thoa trùng vào và lần phát hiện ký sinh trùng đầu tiên trong máu ngoại biên) của P. ovale là từ 12 đến 20 ngày, và trung bình là 14,5 ngày.

Tỷ lệ ký sinh trùng trong máu thường thấp trong khi nhiễm P.ovale có thể là do sự phát triển hạn chế ở các hồng cầu non hơn; trong một nghiên cứu có sự tham gia 90 bệnh nhân thì mức độ ký sinh trùng tối đa nằm trong khoảng từ 380 đến 27.660/µL với mức độ ký sinh trùng tối đa trùng bình là 6.944/µL. Những thay đổi mà P. ovale gây ra trong hồng cầu bị nhiễm ký sinh trùng giống với ở P. vivax trong khi các thể phân liệt và giao bào có thể giống với của P. malariae. Chu kỳ thoa trùng trong muỗi mất khoảng 12-14 ngày ở nhiệt độ 28^oC để hoàn thành.

P. ovale thường được xem là chịu trách nhiệm gây ra ca nhiễm tái phát từ giai đoạn ngoại hồng cầu thể ngủ (“hypnozoites”) trong gan. Theo Collins và Jeffery, việc chứng minh sự xuất hiện thể ngủ trong gan ở người duy nhất đã được tiến hành bởi Garnham và cộng sự, họ đã tiến hành sinh thiết gan trên một người tình nguyện đã được cố ý gây nhiễm cho muỗi Anopheles nhiễm chủng P. ovale Liberian đốt. Tuy nhiên, trong một bài báo mang tính tranh luận gần đây bởi Richter và cộng sự đã báo cáo về sự hiếm hoi của các đợt tái phát trong các ca nhiễm tự nhiên và giả thuyết rằng một số ca nhiễm P. vivax này có thể đã bị xác định nhầm là P. ovale.

Hơn nữa, họ cho rằng trong ca nhiễm P. ovale, các thể ngủ chưa bao giờ được chứng thực bằng các thử nghiệm sinh học nhưng trong bài báo cáo của mình họ lại không nhắc đến công trình nghiên cứu của Garnham. Sau khi điều trị lần phát bệnh đầu tiên khoảng thời gian tái phát đối với P. ovale đã được mô tả là trong khoảng từ 17 đến 255 ngày. Tuy nhiên, đã có trường hợp lần phát bệnh đầu tiên bị trì hoãn lâu đến 4 năm và trong một nghiên cứu đầu tiên hầu hết ca P. ovale được xác nhận bằng PCR, thì lần phát bệnh đầu tiên đã được quan sát được sau 53 tháng.

Gần đây, trong một ngiên cứu được tiến hành tại Cameroon, Duval và cộng sự lần đầu tiên đã phát hiện hai con tinh tinh bị nhiễm P. ovale của người và điều này đã làm gia tăng khả năng trao đổi chéo loài có thể còn quan trọng hơn người ta từng nghĩ với vai trò tiềm ẩn của loài khỉ to châu Phi đóng vai trò là một nguồn chứa ký sinh trùng sốt rét ở người.

Plasmodium malariae (Laveran, 1880), gây ra thể “sốt rét cách ba ngày”, xuất hiện trên toàn cầu tại tất cả khu vực sốt rét lưu hành chính nhưng có sự phân bố rải rác. Các ca nhiễm gây ra bởi P. malariae hầu hết phổ biến ở vùng cận sa mạc Sahara châu Phi và Tây nam Thái Bình Dương và xuất hiện ít thường xuyên hơn ở châu Á, Trung Đông, Trung và Nam Mỹ. Cũng như đối với P. vivax thì ở P. malaria mối quan hệ giữa sự phát triển vòng đời (lần lượt là 48 và 72 giờ) và chu kỳ xảy ra các cơ sốt đã được giải thích ngắn gọn bởi Camillo Golgi vào năm 1886 dù hai loài ký sinh trùng này đã được xác định là hai loài riêng rẽ bởi Grassi và Feletti.

Loài ký sinh trùng này có đặc điểm là phát triển chậm khi cả ở muỗi Anopheles (15 ngày) hay khi ở trong con người (15 ngày trong gan, 72 giờ trong máu). P. malariae được coi là tiền thân của loài P. brasilianum - một loài ký sinh trùng nhiễm vào những con khỉ ở châu Mỹ (New World) và đã thích nghi tự nhiên với loài khỉ này. Cả hai loài Plasmodium spp. này có thể nhiễm vào người và khỉ. Loài P. malariae gây ra tỷ lệ ký sinh trùng trong máu thấp, hiếm khi vượt quá 30.000 ký sinh trùng trên microlit, có thể là do số lượng thể hoa thị ít được sản sinh ra trên mỗi chu kỳ hồng cầu cùng với chu kỳ phát triển 72 giờ và sự ưa thích nhiễm vào các hồng cầu già hơn.

Giai đoạn ủ bệnh của P. malariae có rất nhiều sự biến đổi với phạm vi từ 16 đến 59 ngày. Chưa từng ghi nhận các dạng thể ngủ trong gan đối với P. malariae nhưng loài ký sinh trùng này có thể tồn tại dai dẳng trong máu với tỷ lệ ký sinh trùng trong máu thấp với thời gian cực kỳ dài và có lẽ là toàn bộ cuộc đời của vật chủ con người gây ra tái phát thậm chí sau hơn 30-40 năm. Hơn nữa, nhiễm P. malariae mãn tính có liên quan đến hội chứng thận hư ở trẻ em Nigeria khoảng 50 năm trước và người ta tin rằng đó là do sự bồi tích hay lắng đọng phức hợp miễn dịch trên màng đáy cầu thận (immune complex deposition on the basement membrane). Các thoa trùng/thoi trùng non tương tự với các thoa trùng của P. vivax (dù bào tương của chúng dày hơn và chúng có màu đậm hơn); một đặc điểm tiêu biểu của P. malariae đó là sự xuất hiện của thể dải (band form) với thoa/ thoi trùng kéo dài toàn bộ chiều ngang của tế bào.

Thể phân liệt trưởng thành có trung bình 8 thể hoa thị và đôi khi chúng được xắp sếp đối xứng xung quanh trung tâm với một hình dạng hoa cúc. Chu kỳ thoa trùng trong muỗi Anopheles mất khoảng 30-35 ngày ở điều kiện 20^oC nhưng có thể ngắn khoảng 14 ngày ở điều kiện nhiệt độ 28^oC.

Plasmodium knowlesi (Sinton và Mulligan 1932) là một trong những loài Plasmodium spp. ở khỉ có lẽ lần đầu tiên được mô tả bởi nhà sốt rét học người Ý - Guiseppe Franchini thấy trong máu của khỉ Macaca fascicularis. Sau đó, nó đã được nghiên cứu bởi Napier, Campbell, Das Gupta và Knowles và sau cùng đã được mô tả đầy đủ bởi Sinton và Mulligan và đã đặt tên nó là P. knowlesi để vinh danh và công nhận công trình nghiên cứu ban đầu của Tiến sỹ Knowles. Loài P. knowlesi đã được sử dụng như một liệu pháp trong điều trị chứng liệt nhẹ toàn thân của người bệnh giang mai thần kinh (neurosyphilis) cho tới năm 1955 liệu pháp này bị cấm do độc lực gia tăng của loài này sau nhiều lần gây nhiễm trên người.

Ca nhiễm tự nhiên trên người đầu tiên đã được quan sát tình cờ ở một quân nhân Mỹ được điều động tới Peninsular Malaysia làm việc và đã phát bệnh sốt rét trên đường về nhà. Sự sẵn có các công cụ chẩn đoán phân tử gần đây đã giúp phân biệt P. knowlesi với P. malariae và xác định nó là một nguyên nhân quan trọng gây ra sốt rét ở người không chỉ ở các vùng đảo Peninsular Malaysian Borneo mà còn ở nhiều vùng khác ở khu vực Đông Nam Á.

Về khía cạnh phát sinh giống loài, P. knowlesi có liên quan gần gũi với P. vivax hơn là các loài Plasmodium spp. ở người khác và quá trình các thể hoa thị xâm nhập vào hồng cầu cũng giống nhau là đòi hỏi sự tương tác của các protein Duffy-bindings (DBP) với các thụ thể kháng nguyên Duffy trên các chemokine (DARC). Tuy nhiên, những sự khác biệt về kiểu hình quan trọng với P. vivax cũng tồn tại như là sự thiếu vắng giai đoạn thể ngủ trong gan, sự xuất hiện trong tế bào máu vật chủ và độ dài vòng đời vô tính. Bộ gen của P. knowlesi đã được giải trình tự và đã được mô tả cho thấy có những khác biệt quan trọng so với bộ gen của P. falciparum và P. vivax. Loài P. knowlesi là ký sinh trùng sốt rét đầu tiên mà sự biến đổi kháng nguyên đã được chứng minh là có xảy ra.

Loài khỉ đuôi dài giống Macaque như khỉ Macaca fascicularis và khỉ Macaque đuôi lợn Macaca nemestrina là những vật chủ tự nhiên chính của P. knowlesi. Sau khi nhiễm, tất cả giai đoạn phát triển của vòng đời ký sinh trùng sốt rét này được quan sát được trong máu ngoại biên. Vòng đời nội hồng cầu kéo dài 24 giờ (khác với các loài ký sinh trùng sốt rét của động vật linh trưởng) với một sự phát triển không đồng bộ và không bị hạn chế ở các tế bào non hoặc già. Các thể nhẫn còn non xuất hiện tương tự với của P. falciparum trong khi trong giai đoạn trưởng thành sau đó thì các ký sinh trùng nội hồng cầu tạo thành thể dải như ở các ca nhiễm P. malariae.

Thể phân liệt trưởng thành có chứa lên tới khoảng 16 thể hoa thị với mức trung bình là 10. Các dạng hữu tính phát triển chậm hơn các dạng vô tính và tường mất khoảng 48 giờ để hoàn thành sự phát triển; các giao bào cái ở cuối quá trình trưởng thành có hình cầu với bào tương có màu xanh da trời và chiếm chỗ đầy tế bào vật chủ trong khi giao bào đực đôi khi nhỏ hơn và có bào tương màu hồng. Loài này được mô tả là có tỷ lệ ký sinh trùng trong máu cao và các biến chứng nghiêm trọng giống với P. falciparum và có thể gây tử vong.

Kiến thức về khía cạnh sinh vật học của các loài ký sinh trùng sốt rét ở người đến nay đã cải thiện nhanh chóng và nâng tầm hiểu biết của cộng đồng khoa học trong nhiều năm qua nhờ công nghệ giải trình tự toàn bộ DNA của hai loài Plasmodium spp. quan trọng nhất ở người gồm P. falciparum và P. vivax. Hơn nữa, sự xuất hiện các kỹ thuật phân tử đã cải thiện đáng kể sự xác định các loài ký sinh trùng sốt rét ở cấp độ giống loài.

Về khía cạnh này, nhờ sự có sẵn của kỹ thuật phân tử, đặc biệt PCR đặc hiệu loài đã giúp Balbir Singh và cộng sự xác định vai trò đầy ý nghĩa của P. knowlesi, một loài ký sinh trùng tự nhiên ở loài khỉ đuôi dài giốn Macaca spp., cũng là một nguyên nhân gây ra sốt rét ở người ở vùng Đông Nam Á. Phát hiện này cùng với sự can thiệp của các biện pháp không xâm lấn có thể cung cấp DNA động vật, làm mới lại sự yêu thích nghiên cứu ký sinh trùng sốt rét ở loài khỉ do đó làm gia tăng nhóm cùng huyết thống của P. falciparum và P. ovale và cuối cùng chứng minh rằng P. falciparum gồm nhiều loài khác nhau và không chỉ giới hạn ở vật chủ con người.

1.Gilles HM. The malaria parasites. In: Gilles HM, Warrell DA (Eds). Bruce-Chwatt’s Essential Malariology. 3rd Edition, London, Edward Arnold 1993: 12-34.

2.Singh B, Sung LK, Matusop A, Radhakrishnan A, Shamsul SS, Cox-Singh J, Thomas A, Conway DJ. A large focus of naturally acquired Plasmodium knowlesi infections in human beings. Lancet 2004; 363: 1017-24. http://dx.doi.org/10.1016/S0140-6736(04)15836-4.

3.Amino R, Thiberge S, Mertin B et al. Quantitative imaging of Plasmodium transmission from mosquito to mammal. Nature Med 2006; 12: 220-224. http://dx.doi.org/10.1038/nm1350 PMid:16429144.

4.Yamauchi LM, Coppi A, Snounou G, Sinnis P. Plasmodium sporozoites trickle out of the injection site. Cell Microbiol 2007; 9: 1215-1222. http://dx.doi.org/10.1111/j.1462-5822.2006.00861.x PMid:17223931 PMCid:1865575.

5.Hawking F, Worms MJ, Gammage K. 24- and 48-hour cycles of malaria parasites in the blood : their purpose, production and control. Trans R Soc Trop Med Hyg 1968; 62: 731-765. http://dx.doi.org/10.1016/0035-9203(68)90001-1.

7.Carde RT, Gibson G. Host finding by female mosquitoes: mechanisms of orientation to host odours and other cues. In: Takken W, Knols BGJ, eds. Olfaction in vector-host interactions. Wageningen Academic Publishers, 2010: 115-140.

8.Verhuist NO, Qiu YT, Beijleved H et al. Composition of human skin microbiota affects attractiveness to malaria mosquitoes. PloS one 2011; 6: e28991. http://dx.doi.org/10.1371/journal.pone.0028991 PMid:22216154 PMCid:3247224.

9.Baton LA, Ranford-Cartwright LC. Spreading the seeds of million-murdering death: metamorphoses of malaria in the mosquito. Trends Parasitol 2005; 21: 573-580. http://dx.doi.org/10.1016/j.pt.2005.09.012 PMid:16236552.

10.Matuschewski K. Getting infectious: formation and maturation of Plasmodium sporozoites in the Anopheles vector. Cell Microbiol 2006; 8: 1547-1556. http://dx.doi.org/10.1111/j.1462-5822.2006.00778.x PMid:16984410.

12.Cook GC. Alphonse Laveran (1845-1922): discovery of the causative agent of malaria in 1880. In: Cook GC Ed. Tropical medicine. An illustrated history of the pioneers. London, Academic Press 2007: 67-79.

14.Gerber JE, Ukena TE, Cote L, Wyllie JM, Winn WC Jr. Exflagellation of malaria parasites in human peripheral blood. J Clin Microbiol 1981; 13 : 236-237. PMid:7007426 PMCid:273761

15.Guerra CA, Gikandi PW, Tatem AJ et al. The limits and intensity of Plasmodium falciparum transmission: implications for malaria control and elimination worldwide. PloS Med 2008; 5: e38. http://dx.doi.org/10.1371/journal.pmed.0050038. PMid:18303939 PMCid:2253602.

16.Gething PW, Patil AP, Smith DL et al. A new world malaria map: Plasmodium falciparum endemicity in 2010. Malaria J 2011; 10:378. http://dx.doi.org/10.1186/1475-2875-10-378 PMid:22185615 PMCid:3274487.

17.Hay SI, Okiro EA, Gething PW et al. Estimating the global clinical burden of Plasmodium falciparum malaria in 2007. PloS Med 2010; 7: e1000290. http://dx.doi.org/10.1371/journal.pmed.1000290 PMid:20563310 PMCid:2885984.

19.Gardner MJ, Hall N, Fung E, et al. Genome sequence of human malaria parasite Plasmodium falciparum. Nature 2002; 419: 498-511. http://dx.doi.org/10.1038/nature01097 PMid:12368864.

20.Sharma M, Dash AP, Das A. Evolutionary genetic insights into Plasmodium falciparum functional genes. Parasitol Res 2010; 106: 349-355. http://dx.doi.org/10.1007/s00436-009-1668-6 PMid:19902252.

21.Tyagi S, Sharma M, Das A. Comparative genomic analysis of simple sequence repeats in three Plasmodium species. Parasitol Res 2011; 108: 451-458. http://dx.doi.org/10.1007/s00436-010-2086-5 PMid:20924609.

22.Florens L, Washburn MP, Raine JD et al. A proteomic view of the Plasmodium falciparum life cycle. Nature 2002; 419: 520-526. http://dx.doi.org/10.1038/nature01107 PMid:12368866.

23.Miller LH, Haynes JD, McAuliffe FM, Shiroishi T, Durocher JR, McGinnis MH. Evidence for differences in erythrocyte surface receptors for the malaria parasite, Plasmodium falciparum and Plasmodium knowlesi. J Exp Med 1977; 146: 277-281. http://dx.doi.org/10.1084/jem.146.1.277 PMid:327014.

24.Deas JE, Lee LT. Competitive inhibition by soluble erythrocyte glycoproteins of penetration by Plasmodium falciparum. Am J Trop Med Hyg 1981; 30: 1164-1167. PMid:7034559.

25.Pasvol G, Jungery M, Weatherall DJ, Parsons SF, Anstee DJ, Tanner MJ. Glycophorin as a possible receptor for Plasmodium falciparum. Lancet 1982; 2: 947-950. http://dx.doi.org/10.1016/S0140-6736(82)90157-X.

26.Tham WH, Wilson DW, Lopaticki S et al. Complement receptor 1 is the host erythrocyte receptor for Plasmodium falciparum PfRh4 invasion ligand. Proc Natl Acad Sci USA 2010; 107: 17327-17332. http://dx.doi.org/10.1073/pnas.1008151107 PMid:20855594.

27.Crosnier C, Bustamante LY, Bartholdson J et al. Basigin is a receptor essential for erythrocyte invasion for Plasmodium falciparum. Nature 2011; 480: 534-537. PMid:22080952.

28.Hawking F, Wilson ME, Gammage K. Evidence for cyclic development and short-lived maturity in the gametocytes of Plasmodium falciparum. Trans R Soc Trop Med Hyg 1971; 65: 549-559. http://dx.doi.org/10.1016/0035-9203(71)90036-8.

29.Bousema T, Drakeley C. Epidemiology and infectivity of Plasmodium falciparum and Plasmodium vivax gametocytes in relation to malaria control and elimination. Clin Microbiol Rev 2011; 24: 377-410. http://dx.doi.org/10.1128/CMR.00051-10 PMid:21482730.

30.Escalante AA, Ayala FJ. Phylogeny of the malaria genus Plasmodium, derived from rRNA gene sequenze. Proc Natl Acad Sci USA 1994; 91: 11373-11377. http://dx.doi.org/10.1073/pnas.91.24.11373.

31.Escalante AA, Barrio E, Ayala FJ. Evolutionary origin of human and primate malarias: evidence form the circumsporozoite protein gene. Mol Biol Evol 1995; 12: 616-626. PMid:7659017.

32.Rich SM, Licht MC, Hudson RR, Ayala FJ. Malaria’s eve : evidence of a recent population bottleneck throughout the world populations of Plasmodium falciparum. Proc Natl Acad Sci USA 1998; 95: 4425-4430. http://dx.doi.org/10.1073/pnas.95.8.4425.

33.Liu W, Li Y, Learn GH et al. Origin of the human malaria parasite Plasmodium falciparum in gorillas. Nature 2010; 467: 420-425. http://dx.doi.org/10.1038/nature09442 PMCid:2997044.

35.Prugnolle F, Durand P, Neel C et al. African great apes are natural hosts of multiple related malaria species, including Plasmodium falciparum. Proc Natl Acad Sci USA 2010; 107: 1458-1463. http://dx.doi.org/10.1073/pnas.0914440107 PMid:20133889 PMCid:2824423.

36.Duval L, Fourment M, Nerrienet E et al. African apes as reservoirs of Plasmodium falciparum and the origin and diversification of the Laverania subgenus. Proc Natl Acad Sci USA 2010; 107: 10561-10566, http://dx.doi.org/10.1073/pnas.1005435107 PMid:20498054 PMCid:2890828.

37.Rayner JC, Liu W, Peeters M, Sharp PM, Hahn BH. A plethora of Plasmodium species in wild apes: a source of human infection ? Trends Parasitol 2011; 27: 222-229. http://dx.doi.org/10.1016/j.pt.2011.01.006 PMid:21354860 PMCid:3087880.

38.Prugnolle F, Ayala F, Ollomo B, Arnathau C, Durand P, Renaud F. Plasmodium falciparum is not as lonely as previously considered. Virulence 2011; 2: 71-76. http://dx.doi.org/10.4161/viru.2.1.14608 PMid:21224722.

39.Prugnolle F, Durand P, Ollomo B et al. A fresh look at the origin of Plasmodium falciparum the most malignant malaria agent. PloS Pathog 2011; 7: e1001283. http://dx.doi.org/10.1371/journal.ppat.1001283 PMid:21383971 PMCid:3044689.

40.Silva JC, Egan A, Friedman R, Munro JB, Carlton JM, Hughes AL. Genome sequences reveal divergence times of malaria parasite lineages. Parasitology 2011; 138: 1737-1749. http://dx.doi.org/10.1017/S0031182010001575 PMid:21118608 PMCid:3081533.

44.Grassi B, Feletti R. Parasites malariques chez le oiseaux. Arch Ital Biol 1890; 13 : 297-300.

45.Carlton JM, Adams JH, Silva JC et al. Comparative genomics of the neglected human malaria parasite Plasmodium vivax. Nature 2008; 455: 757-763. http://dx.doi.org/10.1038/nature07327 PMid:18843361 PMCid:2651158.

46.Acharya P, Pallavi R, Chandran S et al. Clinical proteomics of the neglected human malarial parasite Plasmodium vivax. PloS one 2011; 6: e26623. http://dx.doi.org/10.1371/journal.pone.0026623 PMid:22028927 PMCid:3197670.

47.Guerra CA, Howes RE, Patil AP et al. The international limits and population at risk of Plasmodium vivax transmission. PloS Negl Trop Dis 2010; 4: e774. http://dx.doi.org/10.1371/journal.pntd.0000774 PMid:20689816 PMCid:2914753.

48.Mendis K, Sina BJ, Marchesini P, Carter R. The neglected burden of Plasmodium vivax malaria. Am J Trop Med Hyg 2001; 64 (S1): 97-106. PMid:11425182.

49.Garnham PCC. Malaria parasites and other Heamosporidia. Blackwell Scientific, Oxford 1966.

51.Mu J, Joy DA, Duan J et al. Host switch leads to emergence of Plasmodium vivax malaria in humans. Mol Biol Evol 2005; 22: 1686-1693. http://dx.doi.org/10.1093/molbev/msi160 PMid:15858201.

52.Jongwutiwes S, Putaporntip C, Iwasaki T, Ferreira MU, Kanbara H, Hughes AL. Mitochondrial genome sequences support ancient population expansion in Plasmodium vivax. Mol Biol Evol 2005; 22: 1733-1739. http://dx.doi.org/10.1093/molbev/msi168 PMid:15901839 PMCid:1224720.

53.Escalante AA, Cornejo OE, Freeland DE et al. A monkey’s tale . the origin of Plasmodium vivax as a human malaria parasite. Proc Natl Acad Sci USA 2005; 102: 1980-1985. http://dx.doi.org/10.1073/pnas.0409652102 PMid:15684081 PMCid:548581.

55.Krotoski WA, Krotoski DM, Garnaham PCC et al. Relapses in primate malaria : discovery of two populations of exoerythrocytic stages. Preliminary note. BMJ 1980; 280: 153-154. http://dx.doi.org/10.1136/bmj.280.6208.153-a PMid:6766771 PMCid:1600318.

57.White NJ. Determinants of relapse periodicity in Plasmodium vivax malaria. Malaria J 2011; 10: 297. http://dx.doi.org/10.1186/1475-2875-10-297 PMid:21989376 PMCid:3228849.

58.Miller LH, Mason SJ, Clyde DF, McGinniss MH. The resistance factor to Plasmodium vivax in blacks. The Duffy-blood group genotype FyFy. N Engl J Med 1976; 295: 302-304. http://dx.doi.org/10.1056/NEJM197608052950602 PMid:778616.

59.Ryan JR, Stoute JA, Amon J et al. Evidence for the transmission of Plasmodium vivax among a duffy antigen negative population in Western Kenya. Am J Trop Med Hyg 2006; 75: 575-581. PMid:17038676.

60.Cavasini CE, de Mattos LC, D’Almeida Couto AA et al. Plasmodium vivax infection among Duffy antigen-negative individuals from the Brazilian Amazon region: an exception ? Trans R Soc Trop Med Hyg 2007; 101: 1042-1044. http://dx.doi.org/10.1016/j.trstmh.2007.04.011 PMid:17604067.

61.Mendes C, Dias F, Figuereido J, et al. Duffy negative antigen is no longer a barrier to Plasmodium vivax-molecular evidences from the African West coast (Angola and equatorial Guinea): PloS Neglect Trop Dis 2011; 5 : e1192. http://dx.doi.org/10.1371/journal.pntd.0001192 PMid:21713024 PMCid:3119644.

63.Cogswell FB. The hypnozoite and relapse in primate malaria. Clin Microbiol Rev 1992; 5:26-35. PMid:1735093 PMCid:358221.

64.Hulden L, Hulden L. The hypnozoite and relapse in primate malaria. Malaria J 2011; 10: 90. http://dx.doi.org/10.1186/1475-2875-10-90 PMid:21496287 PMCid:3086824.

65.Li J, Collins WE, Wirtz RA, Rathore D, Lal A, McCutchan TF. Geographic subdivision of the range of the malaria parasite Plasmodium vivax. Emerg Infect Dis 2001; 7; 35-42. http://dx.doi.org/10.3201/eid0701.010105 PMid:11266292 PMCid:2631686.

66.Stephens JWW: A new malaria parasitic of man. Ann Trop Med Parasitol 1922; 16: 383-388.

67.Win TT, Jalloh A, Tantular IS et al. Molecular analysis of Plasmodium ovale variants. Emerg Infect Dis 2004; 10: 1235-1240. PMid:15324543.

68.Sutherland CJ, Tanomsing N, Nolder D et al. Two nonrecombining sympatric forms of the human malaria parasite Plasmodium ovale occurr globally. J Infect Dis 2010; 201:1544-1550. http://dx.doi.org/10.1086/652240 PMid:20380562.

69.Su X-Z. Human malaria parasites : are we ready for a new species ? J Infect Dis 2010; 201: 1453-1454. http://dx.doi.org/10.1086/652238 PMid:20380563 PMCid:2856714.

70.Mueller I, Zimmerman PA, Reeder JC. Plasmodium malariae and Plasmodium ovale - the ‘ bashful ‘ malaria parasites. Trends Parasitol 2007; 23: 278-282. http://dx.doi.org/10.1016/j.pt.2007.04.009 PMid:17459775.

72.Garnham PCC, Bray RS, Cooper W, Lainson R, Awad FL, Williamson J. Pre-erythrocytic stages of human malaria: Plasmodium ovale. Trans R Soc Trop Med Hyg 1954; 49: 158-167. http://dx.doi.org/10.1016/0035-9203(55)90042-0.

73.Richter J, Franken G, Mehlhorn H, Labisch A, Haussinger D. What is the evidence for the existence of Plasmodium ovale hypnozoites? Parasitol Res 2010; 107: 1285-1290. http://dx.doi.org/10.1007/s00436-010-2071-z PMid:20922429

74.Chin W, Coatney GR. Relapse activity of mosquito-induced infections with a West African strain of P. ovale. Am J Trop Med Hyg 1971; 20: 825-827. PMid:5131690.

75.Trager W, Most H. A long-delayed primary attack of ovale malaria. Am J Trop Med Hyg 1963; 12: 837-839. PMid:14072436.

76.Rojo-Marcos G, Cuadros-Gonzalez J, Gete-Garcia L, Gomez-Herruz P, Lopez-Rubio M, Esteban-Gutierrez G. Infeccion por Plasmodium ovale: description de 16 casos y revision del tema. Enfer Infect Microbiol Clin 2011; 29: 204-208. http://dx.doi.org/10.1016/j.eimc.2010.09.004 PMid:21342729.

77.Duval L, Nerrienet E, Rousset D et al. Chimpanzee malaria parasites related to Plasmodium ovale in Africa. PloS one 2009; 4: e5520. http://dx.doi.org/10.1371/journal.pone.0005520 PMid:19436742 PMCid:2677663.

78.Collins WE, Jeffery GM. Plasmodium malariae: parasite and disease. Clin Microbial Rev 2007; 20: 579-592. http://dx.doi.org/10.1128/CMR.00027-07 PMid:17934075 PMCid:2176047.

79.Vinez JM, Li J, McCutchan TF, Kaslow DC. Plasmodium malariae infection in an asymptomatic 74-year-old Greek woman with splenectomy. N Engl J Med 1998; 338: 367-371. http://dx.doi.org/10.1056/NEJM199802053380605 PMid:9449730.

80.Chadee DD, Tilluckdharry CC, Maharaj P, Sinanan C. Reactivation of Plasmodium malariae infection in a Trinidadian man after surgery. N Engl J Med 2000; 342: 1924. http://dx.doi.org/10.1056/NEJM200006223422520 PMid:10877649.

81.Gilles HM, Hendrickse RG. Possible aetiological role of Plasmodium malariae in “nephrotic syndrome” in Nigerian children. Lancet 1960; i: 806-807. http://dx.doi.org/10.1016/S0140-6736(60)90683-8.

82.Abdurrahaman MB, Greenwood BM, Narayana P, Babaoye FA, Edington GM. Immunological aspects of nephrotic syndrome in northern Nigeria. Arch Dis Child 1981; 56: 199-202. http://dx.doi.org/10.1136/adc.56.3.199 PMid:7011214 PMCid:1627150.

83.Franchini G. Su di un plasmodio pigmentato di una scimmia. Arch Ital Sci Med Col Parassit 1927; 8: 187-190.

84.Antinori S, Milazzo L, Corbellino M. Plasmodium knowlesi: an overlooked Italian discovery ? Clin Infect Dis 2011; 53:849. http://dx.doi.org/10.1093/cid/cir527 PMid:21890752.

85.Coatney GR, Collins WE, Warren M, Contacos PG. Plasmodium knowlesi. In: The primate malarias. US Govt Print Off, Washington, DC, 1971; 26: 317-333.

86.Knowles R, Das Gupta BM. A study of monkey-malaria and its experimental transmission to man. Indian Med Gaz 1932; 67: 301-320.

87.Sinton JA, Mulligan HW. A critical review of the literature relating to the identification of the malarial parasites recorded from monkeys of the family Cercopithecidae and Colobidae. Rec Malar Surv India 1932; III: 357-380.

88.Ciuca M, Chelarescu M, Sofletea A, et al. Contribution experimentale. Le etude de l’immunite dans le paludisme. Ed Acad Rep Pop Roum 1955; 1-108.

89.Chin W, Contacos PG, Coatney GR,Kimbal RH. A naturally acquired quotidian-type malaria in man transferable to monkeys. Science 1965; 149: 865. http://dx.doi.org/10.1126/science.149.3686.865 PMid:14332847.

90.Kantele A, Jokiranta TS. Review of cases with the emerging fifth human malaria parasite, Plasmodium knowlesi. Clin Infect Dis 2011; 52: 1356-1362. http://dx.doi.org/10.1093/cid/cir180 PMid:21596677.

91.Chitnis CE, Miller LH. Identification of the erythrocyte binding domains of Plasmodium vivax and Plasmodium knowlesi proteins involved in erythrocyte invasion. J Exp Med 1994; 180: 497-506. http://dx.doi.org/10.1084/jem.180.2.497 PMid:8046329.

92.Singh SK, Singh AP, Pandey S, Yazdani SS, Chitnis CE, Sharma A. Definition of structural elements in Plasmodium vivax and P. knowlesi Duffy-binding domains necessary for erythrocyte invasion. Biochem J 2003; 374: 193-198. http://dx.doi.org/10.1042/BJ20030622 PMid:12775212 PMCid:1223586.

93.Pain A, Bohme U, Berry AE et al. The genome of the simian and human malaria parasite Plasmodium knowlesi. Nature 2008; 455: 799-803. http://dx.doi.org/10.1038/nature07306 PMid:18843368 PMCid:2656934.

94.Brown KN, Brown IN. Immunity to malaria antigenic variation in chronic infections of Plasmodium knowlesi. Nature 1965; 208: 1286-1288. http://dx.doi.org/10.1038/2081286a0 PMid:4958335

95.Cox-Singh J, davis TME, Lee K-S et al. Plasmodium knowlesi malaria in humans is widely distributed and potentially life threatening. Clin Infect Dis 2008; 46: 165-171. http://dx.doi.org/10.1086/524888 PMid:18171245 PMCid:2533694

96.William T, Menon J, Rajahram G et al. Severe Plasmodium knowlesi malaria in a tertiary care hospital, Sabah, Malaysia. Emerg Infect Dis 2011; 17: 1248-1255. http://dx.doi.org/10.3201/eid1707.101017 PMid:21762579