|
Cập nhật liên quan giữa nhiễm trùng Toxocara với bệnh tim mạch
Tóm tắt Bệnh ấu trùng giun đũa chó/ mèo là một thuật ngữ lâm sàng dùng để mô tả nhiễm trùng ở người do ký sinh trùng Toxocara canis hay Toxocara cati. Như các bệnh ký sinh trùng lây truyền từ động vật sang người khác, ấu trùng giai đoạn nhiễm của các loài Toxocara spp. không thể trưởng thành trong cơ thể người.Ấu trùng giun di chuyển đến các cơ quan và mô, chủ yếu là da niêm mạc, gan, phổi, cơ tim, thận và hệ thần kinh trung ương.Sự di chuyển của các ấu trùng Toxocara spp. đã dẫn đến phản ứng viêm tại chỗ và toàn thân, gọi là hội chứng ấu trùng di chuyển. Đặc điểm lâm sàng của bệnh chia thành các thể ấu trùng di chuyển da niêm mạc, ấu trùng di chuyển nội tạng, ấu trùng di chuyển ở mắt và ấu trùng thể thần kinh. Các nhiễm trùng không lâm sàng thường gọi là thể ẩn. Một trong các nguyên nhân tiên phát dẫn đến tử vong trên toàn cầu là bệnh tim mạch (đến 30% số nguyên nhân tử vong). Bệnh tim mạch và cụ thể hơn là các bệnh tim mạch liên quan xơ vữa được tiên đoán là nguyên nhân dẫn đầu tử vong (ước tính 23,3 triệu ca tử vong vào năm 2030). ¼ số người hiện nay không tìm thấy bất cứ yếu tố nguy cơ tim mạch nào. Do đó, một mối quan tâm là tìm ra thành phần mới nào ảnh hưởng lên sức khỏe tim mạch, đặc biệt nâng cao việc tiên đoán nguy cơ tim mạch toàn cầu. Bài tổng hợp dưới đây tóm tắt các khía cạnh lâm sàng, chẩn đoán mới và triển vọng điều trị bệnh ấu trùng Toxocara spp. với lâm sàng tim mạch. Abstracts UPDATE on ASSOCIATION OF TOXOCARA SPP. INFESTATION AND CARDIOVASCULAR DISEASES Human toxocariasis is the clinical term used to describe human infection with either the dog ascarid Toxocara canis or the feline ascarid Toxocara cati. As with other helminths zoonoses, the infective larvae of these Toxocara species cannot mature into adults in the human host. Instead, the worms wander through organs and tissues, mainly the liver, lungs, myocardium, kidney and centralnervous system, in a vain attempt to find that, which they need to mature into adults. The migrationof these immature nematode larvae causes local and systemic inflammation, resulting in the “larvamigrans” syndrome. The clinical manifestations of toxocariasis are divided into visceral larva migrans, ocular larva migrans and neurotoxocariasis. Subclinical infection is often referred to as covert toxocariasis. one of the primary causes of death all around the world is cardiovascular disease that accounted for up to 30 percent of all-cause mortality. Cardiovascular disease and more precisely atherosclerotic cardiovascular disease, is predicted to remain the single leading cause of death (23.3 million deaths by 2030). A-quarter of people presenting the disease does not show any of the knowncardiovascular risk factors. Therefore, there is considerable interest in looking for novel componentsaffecting cardiovascular health, especially for those that could improve global cardiovascular riskprediction. This review endeavours to summarize the clinical aspects, new diagnostic and therapeutic perspectives of toxocaral disease with cardiovascular manifestations. GIỚI THIỆU Toxocara canis vàToxocara cati là các loài giun tròn ở chó và mèo và là loại ký sinh trùng lây truyền từ động vật sang người ở đường tiêu hóa phổ biến nhất trên toàn cầu. Các vật chủ tự nhiên và người nhiễm phải do nuốt trứng có phôi chứa ấu trùng giai đoạn 3 từ đất do tay bẩn (tật ăn đất, phơi nhiễm với đất), nguồn rau sống hoặc ấu trùng trong các nguồn phủ tạng lòng, cổ, cánh, chân gà, thịt chế biến chưa chín còn mang ấu trùng. Ấu trùng Toxocara spp. vào trong dạ dày và di chuyển vào niêm mạc ruột non, đi xuyên qua mạch máu và bạch huyết khắp cơ thể và ký sinh vào trong các mô và cơ quan.Gan là vị trí quan trọng cho việc kiểm soát sự di chuyển của áu trùng Toxocara spp.Nhiễm trùng lan tỏa xảy ra thông qua con đường tuần hoàn và khoang cơ thể. Hội chứng lâm sàng kinh điển của nhiễm trùng Toxocara spp. chia thành ấu trùng di chuyển phủ tạng (visceral larva migrans-VLM) và ấu trùng di chuyển ở mắt (ocular larvamigrans-OLM). Hội chứng VLM hầu như ảnh hưởng lên gan, da, phổi, nhưng một số ca di chuyển vào cơ tim và não bộ.Trong thể OLM, ấu trùng di chuyển cso thể sinh ra tổn thương võng mạc dạng u hạt với biểu hiện giảm thị lực. Một hội chứng thứ ba còn gọi là bệnh ấu trùng Toxocara spp. ẩn mình(covert toxocariasis-CT) trên các bệnh nhân có triệu chứng lâm sàng không đặc hiệu và không thuộc phân loại VLM hay OLM, song thể này lại là một phức hợp triệu chứng mơ hồ. Tỷ lệ nhiễm Toxocara spp. rõ ràng trên chó và mèo cao nhất và thấp hơn trên các động vật trưởng thành tại nhiều quốc gia trên toàn cầu. Một số nghiên cứu về dịch tễ học và lâm sàng đã được báo cáo thường xuyên phơi nhiễm với chó, mèo sống ở vùng nông thôn và trẻ em có tật ăn đất và người có bệnh mất trí đã được xác định như là yếu tố nguy cơ mắc phải Toxocara spp. Một trong các nguyên nhân tiên phát gây tử vong trên toàn cầu là bệnh tim mạch chiếm 30%. Bệnh tim mạch và chính xác là bệnh tim mạch liên quan xơ vữa với ước tính là nguyên nhân hàng đầu gây tử vong (23,33 triệu ca tử vong vào năm 2030). Dù rằng các yếu tố nguy cơ chính đối với bệnh tim mạch đã được thiết lập, 25% số người mắc bệnh không biết yếu tố nguy cơ tim mạch. Do đó, cần có quan tâm về các thành phần mới tác động trên sức khỏe tim mạch để cải thiện tiên đoán về nguy cơ bệnh tim mạch toàn cầu. Dựa trên đáp ứng viêm-miễn dịch từ bệnh nhiễm trùng, đặc biệt giữa bệnh ký sinh trùng vào xơ vữa động mạch, nền tảng bệnh học của một loạt bệnh tim mạch hiện vẫn còn đang tranh luận. Các nghiên cứu trước đây cho thấy một số tác nhân ký sinh trùng như Trypanosoma cruzigây bệnh Chagas có thể góp phần vào bệnh xơ vữa động mạch. Trong hội chứng VLM, ấu trùng có thể đi vào gan, phổi, thận, não và tim. Sự liên quan giữa nhiễm trùng Toxocara spp. và viêm mạch không phổ biến nhưng đã được ghi nhận. Để nâng cao kiến thức liên quan về vai trò của Toxocara spp. góp phần vào bệnh và đặc điểm lâm sàng của hậu quả tim mạch, tiềm năng chẩn đoán và điều trị bệnh do Toxocara spp. ở người. TÁC NHÂN GÂY BỆNH Các loài Toxocara spp. theo phân loại là giun tròn, thuộc họ Ascaridida. Khái niệm rằng T. canis là quan trọng hơn T. cati trong việc gây nhiễm cho người vì mèo thường chôn phân của chúng, trong khi chó lại không, nên khiến cho nhiễm trứng của T. canis nhiều hơn T. cati. Các lý do khác như đặc điểm hình thái của ấu trùng trong mô bệnh học và chẩn đoán huyết thanh sớm, sử dụng các kháng nguyên phản ứng chéo dẫn đến thất bại trong việc xác định T. cati so với T. canis trên người và xu hướng liên đới đến não trên mô hình chuột.Dựa trên các kết luận, T. canis được coi là tác nhân quan trọng hơn. Một số báo cáo về vị trí ấu trùng T. cati trên các vật chủ đóng vai trò lây nhiễm Toxocara spp. ở người và thể VLM và OLM do sự di chuyển của ấu trùng cũng đã được mô tả. T. cati đã được báo cáo gây rối loạn thị lực và xác định ca bệnh bằng phản ứng kháng nguyên với T. cati trong huyết thanh. DỊCH TỄ HỌC T. canis và T. cati có mặt trong môi trường trên khắp thế giới, nên dễ dàng phát tán trứng ở trong phân của vật chủ, các vật chủ mang mầm bệnh như kiến, gián, gia cầm, động vật có vú. Người nhiễm phải do nuốt trứng Toxocara spp. đã tạo phôi, các trẻ em có tật ăn đất và tiếp xúc với chó con là nhóm nguy cơ đặc biệt. Các yếu tố nguy cơ bổ sungbao gồm người sa sút trí tuệ, mất trí nhớ và ăn thịt của động vật nhiễm như gà và cừu. Mèo đóng vai trò vật chủ chínhT. cati. Phần lớn các báo cáo ca bệnh ở người trước đây có liên quan T. canis không phải T. cati. Các nghiên cứu trên toàn cầu về T. canis và T. cati đã minh chứng sự phân bố lần lượt từ 1-45% và 0,8-59,3% trên chó và mèo. Vì bệnh không biểu hiện lâm sàng rõ ràng ở người, nên ước tính tỷ lệ nhiễm ở người lệ thuộc vào điều tra miễn dịch huyết thanh.Các điều tra dịch tễ học huyết thanh biểu hiện có sự khác biệt rõ ràng tùy thuộc vào loại xét nghiệm trên người. Tỷ lệ huyết thanh trên người trưởng thành là 3,1% ở Tây Ban Nhavà 7,5% ở Úc (quốc gia phát triển), nhưng tỷ lệ này cao hơn ở các quốc gia đang phát triển và nhiệt đới như30,4% ở Nigeria và 20,5% ở Brazil. Điều tra huyết thanh học trên các nhóm trẻ em tại các quốc gia phát triển có tỷ lệ huyết thanh dương tính là 0,7% tại New Zealand, 1,6% tại Nhật Bản, 2,4% tại Đan Mạch, 7.5% tại Úc, 14% tại Mỹ và 15% tại Ba Lan. Ngược lại, tỷ lệ này cao hơn ở các quốc gia vung nhiệt đới hay đang phát triển như Nigeria (30%),Swaziland (45%), La Reunion (93%), Nepal (81%), Indonesia (63,2%), Malaysia (58%), Brazil (36%) vàPeru (37%). CHU KỲ PHÁT TRIỂN Nhiều loại động vật, kể cả con người có thể nhiễm Toxocara spp. do ăn phải trứng chứa ấu trùng trong đất và rau, thịt, gan còn sống. Trên các vật chủ, ấu trùng không phát triển đến độ trưởng thành mà chúng di chuyển đến các mô, cơ quan trong nhiều tháng trước khi chúng đóng khối trong mô vật chủ. Ấu trùng không đóng kén nhưng vẫn phơi nhiễm vào trong môi trường, hấp thu dinh dưỡng qua lớp cutile của giun. Ấu trùng có thể sống trong các mô đến nhiều năm mặc dù đáp ứng miễn dịch vật chủ rất mạnh với các kháng nguyên của ký sinh trùng. 
Hình 1. Chu trình lan truyền ấu trùng Toxocara spp. từ chó/ mèo sang người
BỆNH SINH Lớp vỏ bề mặt của ấu trùng Toxocara spp. là một cấu trúc có động lực mà chúng giúp tạo ra một lượng lớn protein tiết glycosylate nhanh chóng. Các protein này hình thành một họ mucin có tính kháng nguyên cao, sinh đáp ứng miễn dịch tế bào được xác định bởi các cytokine làm tăng bạch cầu ái toan (BCAT) và kháng thể IgE toàn phần. BCAT dính vào lớp màng tế bào thường xuyên bị bóc tách khỏi lớp epicuticle ấu trùng cho phép sinh kháng nguyên. Ấu trùng Toxocara spp. gây ra đáp ứng miễn dịch tế bào và miễn dịch thể dịch ở người. Do đáp ứng viêm vật chủ nên tổn thương mô nhiều hơn trong nhiễm trùng. Trong nhiễm trùng Toxocara spp., kháng nguyên ấu trùng sinh phản ứng viêm u hạt kèm tăng BCAT, mô bào và mô xơ hóa. U hạt thường được tìm thấy trong gan và hiếm gặp hơn ở phổi, mắt, não và tạng khác. Đáp ứng tạo u hạt thông qua cơ chế tăng BCAT là một đặc điểm lâm sàngnhiễm trùng của Toxocara spp. trên cả các thể VLM, OLM, CT. 
Hình 2a. Ấu trùng trong nhu mô cơ tim. Hình 2b. Viêm cơ tim dẫn đến dày, phù nề cơ tim
NHIỄM KÝ SINH TRÙNG MẠN TÍNH VÀ XƠ VỮA ĐỘNG MẠCH Tác nhân gây bệnh và tiến trình dẫn đến bệnh sinh của xơ vữa động mạch là khía cạnh thú vị. Tỷ lệ xuất hiện xơ vữa động mạch và bệnh tim mạch thấp hơn ở các quốc gia đang phát triển. Do kiến thức về miễn dịch và cơ chế nhiễm trùng liên quan đến xơ vữa động mạch, người ta đã đề nghị rằng cần nghiên cứu về dịch tễ học nhiễm giun sán mạn tính và bệnh tim mạch.Nhiễm giun có thể làm tăng nguy cơ xơ vữa động mạch: (1) Ký sinh trùng trốn thoát hoặc ức chế đáp ứng miễn dịch vật chủ thông qua sinh các phân tử điều hòa miễn dịch và chống viêm khác; (2) Ký sinh trùng sinh hoạt hóa Th2 mạn tính làm thay đổi các cytokine và đáp ứng miễn dịch với các protein sốc nhiệt (heat shock proteins-HSP); (3) Các Th2 mạn tính có thể điều hòa sự hoạt hóa của các monocyte và đại thực bào và hóa ứng động với vị trí viêm (mảng xơ vữa); (4) Sự hoạt hóa Th2 mạn tính có thể dẫn đến các cytokine hữu ích trong việc làm giảm phát triển xơ vữa động mạch (liên quan đến các IL-4, IL-10 và IL-13 sinh ra và sự ức chế các cytokine tiền viêm); và (5) Nhiễm ký sinh trùng có thể làm giảm mức LDL huyết tương không chỉ do ảnh hưởng tình trạng dinh dưỡng vật chủ mà còn thông qua điều hòa kháng thể một cách tự nhiên với cholesterol. Vì các loài Toxocara spp. có thể gây nhiễm trùng mạn tính và xem xét mối liên quan đến giữa xơ vữa động mạch và nhiễm Toxocara spp. và cần làm rõ mối quan hệ nhân quả này. Bảng 1. Thể lâm sàng bệnh ấu trùng giun đũa chó/ mèo Toxocara spp. và miễn dịch Thể lâm sàng | Đặc điểm lâm sàng bệnh nhân | Lý do điều trị | Triệu chứng | Tăng BCAT | Huyết thanh | Lâm sàng | Phòng chống | Thể ATDC nội tạng | Cao/ vừa | Cao | Cao/ vừa | Có1 | Có2 | Thể ATDC ở mắt | Cao | Nghi ngờ | Vừa | Có | Có | Thể ATDC thần kinh | Vừa | Nghi ngờ | Vừa | Có | Có | Thể thông thường | Nghi ngờ | Nghi ngờ | Vừa | Có | Nghi ngờ | Thể không triệu chứng | Không | Nghi ngờ | Vừa | Không | Nghi ngờ |
Ghi chú: 1Trong bệnh Toxocara spp. có triệu chứng lâm sàng, dùng thiabendazole (15 mg/kg/ngày) trong 5 ngày; 2 Ca bệnh có kèm theo tăng BCAT và ELISA(+) LIÊN QUAN GIỮA NHIỄM TOXOCARA spp. VÀ BỆNH TIM MẠCH Bệnh ấu trùng Toxocara spp. ở người khá phổ biến qua điều tra huyết thanh miễn dịch. Bệnh ATDC ở mắt là một hình thái lâm sàng đặc biệt của thể nội tạng. Bệnh ấu trùng Toxocara spp thể nội tạng có thể diễn tiến rầm rộ hay im lặng, trong đó thể im lặng phổ biến hơn thể rầm rộ. Các báo cáo đầu tiên về ca bệnh VLM thể rầm rộ trên lâm sàng là một số ca nghiêm trọng ở trẻ dưới 4 tuổi. BCAT tăng rất cao (trên 50%) là tiêu chuẩn thiết yếu để chẩn đoán cùng với các đặc điểm lâm sàng sốt, thâm nhiễm nhu mô phổi, gan, lách to, đau cơ khớp, đau bụng và các rối loạn liên quan đến tim hiếm xảy ra nhưng có thể nguy hiểm. Viêm cơ tim tăng bạch cầu ái toan (eosinophilic myocarditis) Tổn thương cơ tim và xơ hóa cơ màng trong tim có liên quan tới tình trạng tăng bạch cầu ái toan mạn tính trên lâm sàng. Tình trạng tăng bạch cầu ái toan mạn tính có thể do nhiễm giun như Toxocara spp. hay phản ứng do thuốc, các rối loạn liên quan bệnh dị ứng. Số lượng bạch cầu ái toan tăng rất mạnh, có thể lên đến 90% xảy ra ở bệnh nhân nhiễm Toxocara spp. thể nội tạng. Hội chứng VLMs là do con người vô tình nuốt phải trứng có phôi của Toxocara spp. Sau đó, trứng nở ra ấu trùng ở ruôt non. ATDC xuyên lớp niêm mạc, qua hệ cửa di chuyển đến gan, tim, phổi, vào tuần hoàn. Do kích thước của ấu trùng lớn hơn đường kính các mao mạch nên chúng có thể xuyên qua thành mạch vào trong mô và gây đáp ứng miễn dịch. Kết quả là, ấu trùng có thể bị bao bọc bởi cấu trúc nang xơ hóa hình thành nên cấu trúc dạng u hạt. Viêm cơ tim nghiêm trọng xảy ra khi ấu trùng giai đoạn 3 (L3) của Toxocara spp. xâm nhập vào mô cơ tim. Một vài ca viêm cơ tim có liên quan với hội chứng VLM đã được báo cáo. Tỷ lệ viêm cơ tim có thể lên đến 15% ở bệnh nhân ấu trùng di chuyển nội tạng và thường đi kèm với tình trạng tăng BCAT trong hầu hết các ca. Brockington và Olsen mô tả bệnh nội mạc cơ tim tăng BCAT xảy ra qua 3 giai đoạn: (1) Giai đoạn hoại tử cấp, xảy ra sau khi khởi bệnh vài tuần, đặc trưng bởi các vùng tổn thương hoại tử cấp và thâm nhiễm tế bào viêm ở nội mạc cơ tim gây những ổ tổn thương khu trú dưới màng; (2) Giai đoạn hình thành huyết khối, xảy ra khoảng sau vài tháng khi một lớp mô hạt phát triển (hóa sẹo) giữa màng trong tim và dưới màng trong tim kèm theo sự hình thành huyết khối trong tâm thất và huyết khối trong các mao mạch kích thước nhỏ và trung bình; (3) Giai đoạn xơ hóa cơ màng trong tim gây bệnh lý cơ tim tắc nghẽn. Năm 1960, Friedman và Hervada mô tả một bệnh nhi với bằng chứng rõ ràng nhiễm Toxocara spp. có biến chứng viêm cơ tim nặng. Spry và cộng sự mô tả tổn thương cơ tim ở bệnh nhân viêm cơ nội tâm mạc tăng BCATvà xơ hóa cơ màng trong tim. Một ca nhiễm Toxocara spp. liên quan với viêm cơ tim cho thấy có tăng protein C phản ứng (1,4 mg/dl), tăng creatinine phosphokinase (679 IU/l), AST (124 IU/l), ALT (182 IU/l) và lactic dehydrogenase (733 IU/l). Viêm màng ngoài tim và tràn dịch màng phổi Bệnh cảnh lâm sàng của nhiễm Toxocara spp. đa dạng, có thể gây tràn dịch màng phổi, chèn ép tim và cổ trướng. Một hình thái ít phổ biến hơn là bệnh nhiễm Toxocara spp. tự giới hạn với một số biểu hiện lâm sàng. Một trường hợp được báo cáo tràn dịch hệ thống ở người phụ nữ viêm cơ tim với suy tim sung huyết. Số lượng bạch cầu tăng (13.900 tế bào/mm3), bạch cầu ái toan chiếm 5%. Hình ảnh chụp cắt lớp vi tính phổi chẩn đoán viêm màng ngoài tim nghi có liên quan đến bệnh. Bachmeyer báo cáo một ca sốt, đổ mồ hôi đêm, sụt cân, hạch rốn phổi và trung thất, tràn dịch màng phổi hai bên và tăng BCAT liên quan đến nhiễm T. canis. Bệnh nhân xuất hiện viêm phổi kèm tăng BCAT với các rối loạn hô hấp cấp tính. Kết quả xét nghiệm cho thấy lượng bạch cầu trong máu ngoại vi là 10.800 tế bào/mm3, trong đó BCAT chiếm 26%. Điện di huyết thanh cho thấy albumin 32,8 g/L (giá trị bình thường trên 39 g/L), α2-globulin 9,8 g/L(giá trị bình thường trên 7 g/L), γ-globulin 16,9 g/L (giá trị bình thường trên 10 g/L). Bệnh nhân được điều trị với albendazole (400mg/ngày x 10 ngày). Henry và cộng sự báo cáo một trường hợp nhiễm Toxocara spp. đe dọa tính mạng, hình ảnh X-quang ngực thẳng cho thấy tràn dịch màng phổi hai bên, chủ mô phổi bình thường nhưng bóng tim to. Xét nghiệm máu có bạch cầu tăng 15400 tế bào/mm3 với BCAT tăng 2200 tế bào/mm3. Thực hiện thủ thuật mở màng ngoài tim, lấy ra hơn 800ml dịch màng ngoài tim với thành phần tế bào là 20% BCAT. Huyết thanh chẩn đoán dương tính với kháng thể kháng T. canis. Điều trị với ivermectin 200μg/kg/ngày ở ngày thứ 10 và ngày thứ 25. CHẨN ĐOÁN CẬN LÂM SÀNG Như các bệnh ký sinh trùng khác, chẩn đoán bệnh ấu trùng Toxocara spp. được thực hiện đầu tiên là dựa trên các triệu chứng lâm sàng như gan to, sốt hoặc khò khè, sau đó là các xét nghiệm chẩn đoán. Số lượng tế bào máu luôn cho thấy sự gia tăng rõ rệt của BCAT trong máu. Trong trường hợp không có gan to, các triệu chứng của bệnh tương tự viêm phổi tăngBCATvùng nhiệt đới. Chẩn đoán bệnh ấu trùng Toxocara spp. ở người được xác định bằng phương pháp trực quan (gọi là tiêu chuẩn vàng). Quan sát bằng kính hiển vi của mẫu sinh thiết hoặc phần cơ quan nội tạng bị tổn thương có thể tìm thấy các thành phần của ấu trùng hoặc cấu trúc hoại tử. Các xét nghiệm khác bao gồm tăng globulin miễn dịch và tăng nồng độ isomemagglutinin của kháng nguyên A và B (các kháng nguyên nhóm máu). Các phương tiện chẩn đoán hình ảnh như siêu âm, chụp cắt lớp vi tính (CT-scan) và chụp cộng hưởng từ (MRI) có thể mô tả các tổn thương khu trú ở các cơ quan. Tiến bộ trong kỹ thuật huyết thanh học đã khắc phục những khó khăn và không chắc chắn của các phương pháp phát hiện trực tiếp. Chẩn đoán bằng xét nghiệm huyết thanh học ELISA phát hiện kháng thể IgG kháng kháng nguyên tiết của Toxocara spp. (TES-ELISA). Các protein ES từ ấu trùngT. canis hoặc T. cati được duy trì trong ống nghiệm tạo thành cơ chất cho kỹ thuật ELISA. Độ nhạy và độ đặc hiệu ước tính là khoảng 78,0% và 92,0% đối với T. canis và 97,0% và 96,7% đối với T. cati. Một số dữ liệu cho thấy không có phản ứng chéo đáng kể ở những người bị nhiễm giun sán thông thường. Xét nghiệm Western blott sử dụng kháng nguyên TES đặc hiệu hơn. Trong thập kỷ qua, các xét nghiệm miễn dịch đã phát triển bằng cách sử dụng protein ES tái tổ hợp làm tăng khả năng phân biệt nhiễm Toxocara spp. hiện tại với quá khứ. Các phương pháp chẩn đoán sinh học phân tử đã chứng minh tính hữu ích trong chẩn đoán xác định nhiễm ấu trùngtừ các mảnh mô được phẫu thuật hoặc phẩu tích và trong dịch não tủy. Tuy nhiên, phương pháp này chưa dùngrộng rãi trong thực hànhlâm sàng. THÁI ĐỘ XỬ TRÍ Phần lớn bệnh nhân bị nhiễm Toxocaraspp. không cần điều trị vì không biểu hiện triệu chứng hay nhiễm trùng tự giới hạn. Tuy nhiên, một số ca nặng, bệnh có thể gây tử vong với các biểu hiện lâm sàng nghiêm trọng. Điều trị thường được dành cho các ca có triệu chứng, nặng, mặc dù đây vẫn là một điểm gây tranh cãi. Thông thường, bệnh ấu trùng Toxocara spp. cấp tính được điều trị theo triệu chứng và điều trị bằng thuốc chống KST đặc hiệu tùy thuộc vào mức độ nghiêm trọng của bệnh cảnh lâm sàng. Bệnh nhân mắc bệnh có BCATtăng hoặc bệnh với các triệu chứng nhẹ cần được cân nhắc điều trị cũng như các ca không có triệu chứng và tăng BCAT hoặc nhiễm Toxocaraspp. nhẹ và không tăng BCAT không cần điều trị đặc hiệu. Mebendazole, albendazole, thiabendazole, ivermectin và diethylcarbamazine đã được báo cáo là các thuốc dùng điều trị bệnh ấu trùng Toxocara spp. ở người. Thiabendazole (15 mg/kg/ngày) có hiệu quả trong điều trị, song một liệu trình tương tự của albendazole đưa đến cải thiện lâm sàngvà giảm số lượng BCAT tốt hơn. Liều albendazole 400mg dùng hai lần một ngày trong 5 ngày là liệu pháp được khuyến cáo hiện nay. Liệu trình mebendazole trong 21 ngày với liều 20-25 mg/kg/ngày đã chứng minh có hiệu quả. Các phương pháp điều trị khi có các triệu chứng nghiêm trọng bao gồm albendazole hoặc mebendazole và corticosteroid (prednisone) liều 0,5-1,0 mg/kg mỗi ngày thường được dùng đồng thời. Abebáo cáo một ca điều trị bằng albendazole và prednisonetrong 4 tuần có kết quả cải thiện tốt các triệu chứng lâm sàng trong viêm cơ tim có liên quan đến nhiễm Toxocara spp. Enko báo cáo một ca viêm cơ tim tăng BCATbùng phát liên quan đến nhiễm Toxocara spp. được điều trị bằng cả albendazole đường uống trong 4 tuần và methylprednisolone tiêm tĩnh mạch (xấp xỉ 500 mg/ngày) trong 3 ngày, sau đó là dùng đường uống prednisolone (50 mg/ngày) trong 2 tuần. Kết quả cải thiện đáng kể chức năng tâm thất và giảm nhanh chóng số lượng BCAT vềbình thường. THAY LỜI KẾT T.canis và T. cati lần lượt là giun tròn lây truyền từ động vật sang người khá phổ biến hiện nay. Ấu trùng giai đoạn nhiễm của cả hai loài Toxocara spp. không thể trưởng thành trongcơ thể người. ATDC đến các mô, cơ quan để tìm kiếm một cơ chế nào đó để trưởng thành. Nhiều bệnh có liên quan đến nhiễm loại giun này, song cơ chế vẫn còn chưa hiểu thấu đáo và cần nghiên cứu làm rõ. ATDC gây viêm tại chỗ và toàn thân dẫn đến hội chứng ấu trùng di chuyển.VLM được xác định không chỉ thông qua tăng BCAT và γ-globulin mạn tính, mà còn liên quan đến tạng gan, phổi, mắt, thần kinh trung ương, da và tim. Trong phản ứng viêm cơ tim ở bệnh ấu trùng Toxocara spp. có thể gây ra bởi sự xâm nhập ấu trùng trực tiếp vào trong cơ tim và phản ứng quá mẫn lại ký sinh trùng. Một số ca tràn dịch màng phổi và màng ngoài tim có liên quan đến nhiễm Toxocaraspp. đã được báo cáo. Ngoại lệ, với trường hợp nhiễm trùng nghiêm trọng, ấu trùng lan rộng xuyên đến nhiều mô nên khi đó dùng công cụ chẩn đoán sao cho phù hợp. Chiến lược điều trị cho bệnh này ở dùng các thuốc mebendazole, albendazole, thiabendazole, ivermectin, diethylcarbamazine với thuốc chống viêm corticosteroids.
TÀI LIỆU THAM KHẢO
1.Despommier D. Toxocariasis: clinical aspects, epidemiological, medical ecology and molecular aspects. Clin. Microbiol. Rev. 2005;16:265–272. 2.Schantz P.M. Toxocara larva migrans now. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1989;41:21-34. 3.Rubinsky-Elefant G., Hirata C.E., Yamamoto J.H., Ferreira M.U. Human toxocariasis: diagnosis, worldwide seroprevalences and clinical expression of the systemic and ocular forms. Ann. Trop. Med. Parasitol. 2010;104:3-23. 4.Glickman L.T., Schantz P.M. Epidemiology and pathogenesis of zoonotic toxocariasis. Epidemiol. Rev. 1981;3:230-250. 5.Castillo D., Parades C., Zanartu C. Environmental contamination with Toxocara spp. eggs in public squares and parks from Santiago, Chile. Bol. Chil. Parasitol. 2000;55:86–91. 6.Dubinsky P., Havasivoa-Reitterova K., Petko B. Role of small mammals in the epidemiology of toxocariasis. Parasitology. 1995;110:187-193. 7.Giacometti A., Cirioni O., Fortuna M. Environmental and serological evidence for the presence of toxocariasis in the urban area of Ancona, Italy. Eur. J. Epidemiol. 2000;16:1023-1026. 8.Zibaei M., Sadjjadi S.M., Sarkari B. Prevalence of Toxocara cati and other intestinal helminths in stray cats in Shiraz, Iran. Trop. Biomed. 2007;24:39-43. 9.Mizgajska H. Eggs of Toxocara spp. in the environment and their public health implications. J. Helminthol. 2001;75:147-151. 10.Uga S. Prevalence of Toxocara eggs and number of fecal deposits from dogs and cats in sandpits of public parks in Japan. J. Helminthol. 1993;67:78-82. 11.World Health Organization . Global status report on noncommunicable diseases 2010. Geneva: World Health Organization; 2011. 12.Mathers C.D., Loncar D. Projections of global mortality and burden of disease from 2002 to 2030. PLoS Med. 2006;3:e442. 13.Magnus P., Beaglehole R. The real contribution of the major risk factors to the coronary epidemics: time to end the only 50% myth. Arch. Intern. Med. 2001;161:2657–2660. 14.Nieto F.J. Infective agents and cardiovascular disease. Semin. Vasc. Med. 2002;2:401–415. 15.Rosenfeld M.E., Campbell L.A. Pathogens and atherosclerosis: update on the potential contribution of multiple infectious organisms to the pathogenesis of atherosclerosis. Thromb. Haemost. 2011;106:858-867. 16.Frustaci M., Francone N. Petrosillo, Chimenti C. High prevalence of myocarditis in patients with hypertensive heart disease and cardiac deterioration. Eur. J. Heart Fail. 2013;15:284-291. 17.Hamidou M.A., Gueglio B., Cassagneau E., Trewick D., Grolleau J.Y. Henoch-Schönlein purpura associated with Toxocara canis infection. J. Rheumatol. 1999;26:443-445. 18.Pawlowska-Kamieniak A., Mroczkowska-Juchkiewicz A., Papierkowski A. Henoch-Schönlein purpura and toxocariasis. Pol. Merkuriusz Lek. 1998;4:217-218. 19.Havasiova-Reiterova K., Tomasovicova O., Dubinsky O. Effect of various doses of infective Toxocara canis and Toxocara cati eggs on the humoral response and distribution of larvae in mice. Parasitol. Res. 1995;81:13-17. 20.Fisher M. Toxocara cati: zoonosis or not zoonosis. Trends Parasitol. 2003;19:167-170. 21.Zibaei M., Sadjjadi S.M., Jahadi-Hosseini S.H. Toxocara cati larvae in the eye of a child: a case report. Asian Pac. J. Trop. Biomed. 2014;4(Suppl. 1):S53-S55. 22.Zibaei M., Sadjjadi S.M., Uga S. Experimental Toxocara cati infection in gerbils and rats. Korean J. Parasitol.;48(4):331-333. 23.Zibaei M, Sadjjadi SM, Karamian M, Uga S, Oryan A, Jahadi-Hosseini SH. 2013. 24.Bouchet F., Araujo A., Harter S., et al. Toxocara canis (Werner, 17820) eggs in the Pleistocene site of Menez-Dregan, France (300,000-500,000 years before present). Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 2003;98(Suppl.):137-139. 25.Marmor M., Glickman L., Shofer F., et al. Toxocara canis infection of children: Epidemiologic and neuropsychologic findings. Am. J. Public Health. 1987;77:554-559. 26.Wolfe A., Wright I.P. Human toxocariasis and direct contact with dogs. Vet. Rec. 2003;152:419-422. 27.Huminer D., Symon K., Groskopf I., et al. Seroepidemiologic study of toxocariasis and Strongyloidiasis in institutionalized mentally retarded adults. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1992;46:278-281. 28.Sturchler D., Weiss N., Gassner M. Transmission of toxocariasis. J. Infect. Dis. 1990;162:571. 29.Salem G., Schantz P. Toxocara visceral larva migrans after ingestion of lamb liver. Clin. Infect. Dis. 1992;15:743–744. 30.Nagakura K., Tachibana H., Kaneda Y., Kato Y. Toxocariasis possibly caused by ingesting raw chicken. J. Infect. Dis. 1989;160:735-736. 31.Zibaei M., Uga S. Contamination by Toxocara spp. Eggs in sandpits in Kobe, Japan. J Environ Cont Tech. 2008;26:32-37. 32.Fan C.K., Liao C.W., Cheng Y.C. Factors affecting disease manifestation of toxocariasis in humans: genetics and environment. Vet. Parasitol. 2013;193:342-352. 33.Mikaeili F., Mirhendi H., Hosseini M., Asgari Q., Kia E.B. Toxocara nematodes in stray cats from Shiraz, southern Iran: intensity of infection and molecular identification of the isolates. Iran. J. Parasitol. 2013;8:593-600. 34.Nicholas W.L., Stewart A.C., Walker J.C. Toxocariasis: a serological survey of blood donors in the Australian Capital Territory together with observations on the risks of infection. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 1986;80:217-221. 35.Jimenez J.F., Valladares B., Fernandez-Palacios J.M., de Armas D., del Castillo A. A serologic study of human toxocariasis in the Canary Islands (Spain): environmental influences. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1997;56:113-115. 36.Anaruma F.F., Chieffi P.P., Correa C.R., et al. Human toxocariasis: a seroepidemiological survey in the municipality of Campinas (SP), Brazil. Rev. Inst. Med. Trop. Sao Paulo. 2002;44:303-307. 37.Ajayi O.O., Dunhlinska D.D., Agwale S.M., Njoku M. Frequency of human toxocariasis in Jos, Plateau State, Nigeria. Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 2000;95:147-149. 38.Macpherson C.N. The epidemiology and public health importance of toxocariasis: a zoonosis of global importance. Int. J. Parasitol. 2013;43:999-1008. 39.Jarosz W., Mizgajska-Wiktor H., Kirwan P., Konarski J., Rychlicki W., Wawrzyniak G. Developmental age, physical fitness and Toxocara seroprevalence amongst lower- secondary students living in rural areas contaminated with Toxocara eggs. Parasitology. 2010;137:53-63. 40.Liao C.W., Sukati H., D'Lamini P., et al. Seroprevalence of Toxocara canis infection among children in the Kingdom of Swaziland, Southern Africa. Ann. Trop. Med. Parasitol. 2010;104:73–80. 41.Roldan W.H., Espinoza Y.A., Huapaya P.E., Huiza A.F., Sevilla C.R., Jimenez S. Frequency of human toxocariasis in a rural population from Cajamarca, Peru determined by DOT-ELISA test. Rev. Inst. Med. Trop. Sao Paulo. 2009;51:67-71. 42.Schoenardie E.R., Scaini C.J., Brod C.S., et al. Seroprevalence of Toxocara infection in children from southern Brazil. J. Parasitol. 2013;99:537-539. 43.Page A.P., Rudin W., Fluri E., Blaxter M.L., Maizels R.M. Toxocara canis: A labile antigenic coat overlying the epicuticle of infective larvae. Exp. Parasitol. 2000;75:72–86. 44.Del Prete G.F., De Carli M., Mastromauro C., et al. Purified protein derivative of Mycobacterium tuberculosis and excretory-secretory antigen(s) of Toxocara canis expand in vitro human T cell with stable and opposite (type 1 T helper or type 2 T helper) profile of cytokine production. J. Clin. Invest. 1991;88:346-350. 45.Badley J.E., Grieve R.B., Rockey J.H., Glickman L.T. Immune-mediated adherence of eosinophils to Toxocara canis infective larvae: The role of excretory-secretory antigens. Parasite Immunol. 1987;9:133-143. 46.Magen E., Borkow G., Bentwich Z., Mishal J., Scharf S. Can worms defend our hearts? Chronic helminthic infections may attenuate the development of cardiovascular diseases. Med. Hypotheses. 2005;64:904-909. 47.Zibaei M., Sadjjadi S.M., Geramizadeh B., Firoozeh F. Hepatic toxocariasis in a child: A case report from Shiraz, Southern Iran. Hepat. Mon. 2008;8:310-312. 48.Boschetti A., Kasznica J. Visceral larva migrans induced eosinophilic cardiac pseudotumor. A case of sudden death in a child. J. Forensic Sci. 1995;40:1097-1099. 49.De Cock C., Lemaitre J., Deuvaret E.F. Löeffler endomyocarditis: a clinical presentation as right ventricular tumor. J. Heart Valve Dis. 1998;7:668-671. 50.Spry C.J. In: Eosinophils and endomyocardial fibrosis: A review of clinical and experimental studies, 1980-86, Pathogenesis of Myocarditis and Cardiomyopathy. Recent Experimental and Clinical Studies. Kawai C., Abelmann W.H., editors. Tokyo: University of Tokyo Press; 1987. 51.Glickman L.T., Schantz P.M. Epidemiology and pathogenesis of zoonotic toxocariasis. Epidemiol. Rev. 1981;3:230–250. 52.Schantz P.M., Glickman L.T. Roundworms in dogs and cats: Veterinary and public health considerations. Cont Educ Prac Vet. 1981;3:773-784. 53.Schantz P.M., Glickman L.T. Toxocaral visceral larva migrans. N. Engl. J. Med. 1978;298:436-439. 54.Vargo T.A., Singer D.B., Gillette P.C., Fernbach D.J. Myocarditis due to visceral larva migrans. J. Pediatr. 1977;90:322-323. 55.Brockington I.F., Olsen E.G. Loffler's endocarditis and Davies' endomyocardial fibrosis. Am. Heart J. 1973;85:308-322. 56.Friedman S., Hervada A.R. Severe myocarditis with recovery in a child with visceral larva migrans. J. Pediatr. 1960;56:91-96. 57.Spry C.J., Davies J., Tai P-C., Fattah D. In: The pathogenesis of eosinophilic myocardial disease, Immunobiology of the Eosinophil. Yoshida T., Torisu M., editors. New York: Elsevier Science Publishing Company; 1983. 58.Abe K., Shimokawa H., Kubota T., Takeshita A (2002). Myocarditis associated with visceral larva migrans due to Toxocara canis.Intern. Med. 2002;41:706-708. 59.Bachmeyer C., Lamarque G., Morariu R. (2003). Visceral larva migrans mimicking lymphoma. Chest. 2003;123:1296-1297. 60.Herry I., Phillipe B., Hennequin C., Danel C (1997). Acute life-threatening toxocaral tamponade. Chest. 1997;112:1692-1693. 61.Chira O., Badea R., Dumitrascu D., et al. (2005). Eosinophilic ascites in patient with Toxocara canis infection. A case report. Rom. J. Gastroenterol. 2005;14:397-400. 62.Matsuki Y., Fujii T., Nakamura-Uchiyama F., et al. Toxocariasis presenting with multiple effusions in the pericardial space, thoracic cavity, and Morrison’s Pouch. Int Med. 2007;46:913-914. 63.Herry I., Philippe B., Hennequin C et al., (1997). Acute life-threatening toxocaral tamponade. Chest. 1997;112:1692-1693. 64.Altcheh J., Nallar M., Conca M. (2003). Toxocariasis: Clinical and laboratory features in 54 patients. An. Pediatr. (Barc.) 2003;58:425-431. 65.Ehrhard T., Kernbaum S. Toxocara canis and human toxocariasis. Bull. Inst. Pasteur. 1979;77:225-287. 66.Lassmann B., Tsigrelis C., Virk A. 33-years-old woman with marked eosinophilia. Mayo Clin. Proc. 2007;82:103-106. 67.Kirchner T., Altmann H.W (1987). Parasitic larva as a cause of circumscribed liver lesions. Morphology and differential diagnosis. Pathology. 1987;8:31-36. 68.Marty A.M (2000). Toxocariasis: Pathology of infectious disease. Washington, DC: Armed Force Institute of Pathology; 2000. 69.Bratt D.E., Tikasingh E.S. Visceral larva migrans in seven members of one family in Trinidad. Trop. Geogr. Med. 1992;44:109–112. 70.Ota K.V., Dimaras H., Héon E., Gallie B.L., Chan H.S. Radiologic surveillance for retinoblastoma metastases unexpectedly showed disseminated toxocariasis in liver, lung, and spinal cord. Can. J. Ophthalmol. 2010;45:185-186. 71.de Savigny D.H., Voller A., Woodruff A.W. Toxocariasis: Serological diagnosis by enzyme immunoassay. J. Clin. Pathol. 1979;32:284-288. 72.Zibaei M., Sadjjadi S.M., Sarkari B., Oryan A., Uga S. In vitro cultivation of Toxocara cati adult worms for production of eggs and evaluation of oviposition. Helminthologia. 2009;1:28-30. 73.Glickman L., Schantz P., Dombroske R., Cypess R. Evaluation of serodiagnostic testes for visceral larval migrans. Am. J. Trop. Med. Hyg. 1978;27:492-498. 74.Jacquier P., Gottstein B., Stingelin Y., Eckert J (1991). Immunodiagnosis of toxocariasis in humans: evaluation of a new enzyme-linked immunosorbent assay kit. J. Clin. Microbiol. 1991;29:1831-1835. 75.Zibaei M., Sadjjadi S.M., Sarkari B., Uga S (2016). Evaluation of Toxocara cati excretory-secretory larval antigens in serodiagnosis of human toxocariasis. J. Clin. Lab. Anal. 2016;30(3):248-253. 76.Thompson D.E., Bundy D.A., Cooper E.S. (1986). Epidemiological characteristics of Toxocara canis zoonotic infection of children in a Caribbean community. Bull. World Health Organ. 1986;64:283-290. 77.Lynch N.R., Hagel I., Vargas V., et al. Comparable seropositivity for ascariasis and toxocariasis in tropical slum children. Parasitol. Res. 1993;79:547-550. 78.Magnaval J.F., Fabre R., Maurières P., (1991). Application of the Western blotting procedure for the immunodiagnosis of human toxocariasis. Parasitol. Res. 1991;77:697-702. 79.Fong M.Y., Lau Y.L., Init I., Jamaiah I. et al., (2003). Recombinant expression of Toxocara canis excretory-secretory antigen TES-120 in Escherichia coli.Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. 2003;34:723-726. 80.Zahabiun F., Sadjjadi S.M., Yunus M.H., et al. Production of Toxocara cati TES-120 recombinant antigen and comparison with its T. canis homolog for serodiagnosis of toxocariasis. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2015;93:319-325. 81.Zibaei M., Sadjjadi S.M., Ishiyama S (2010). Production of monoclonal antibody against Toxocara cati second-stage larvae and it application for the detection of circulation antigens. Hybridoma (Larchmt) 2010;29:217-220. 82.Ishiwata K., Shinohara A., Yagi K et al., (2004). Identification of tissue embedded ascarid larvae by ribosomal DNA sequencing. Parasitol. Res. 2004;95:50-52. 83.Caldera F., Burlone M.E., Genchi C., Pirisi M., Bartoli E. Toxocara encephalitis presenting with autonomous nervous system involvement. Infection. 2013;41:691-694. 84.Stürchler D., Schubarth P., Gualzata M et al., (1989). Thiabendazole vs. albendazole in treatment of toxocariasis: A clinical trial. Ann. Trop. Med. Parasitol. 1989;83:473-478. 85.Magnaval J.F. Comparative efficacy of diethylcarbamazine and mebendazole for the treatment of human toxocariasis. Parasitology. 1995;110:5290533. 86.Enko K., Tada T., Ohgo K.O., et al. Fulminant eosinophilic myocarditis associated with visceral larva migrans caused by Toxocara canis infection. Circ. J. 2009;73:1344-1348.
|
TRANG CHỦ
