Năm 2018, khoảng 2,7 tỷ USD đã được đầu tư trên toàn cầu vào các nỗ lực kiểm soát và LTSR (WHO, 2019). Bản thân khoản tiền này đã là một mục đích đáng giá, song các vấn đề đạo đức nảy sinh không thể tránh khỏi, phải có sự đánh đổi trong việc phân bổ các khoản tiền này. Nguồn lực hữu hạn phải được phân bổ giữa một loạt các chương trình y tế cạnh tranh đang mở rộng. Đối với bệnh sốt rét, các khả năng bao gồm: phát triển kinh tế xã hội, sử dụng hóa chất, quản lý nguồn nước, nghiên cứu vaccine, phát triển thuốc, hoặc gần đây, tập trung vào các công nghệ chỉnh sửa gen để thay đổi vật chủ trung gian truyền bệnh. Cần phải đánh giá xem liệu các khoản tiền được dành cho các kỹ thuật công nghệ sinh học mới có thể được sử dụng hiệu quả hơn bằng cách đầu tư vào các lĩnh vực khác, chẳng hạn như phát triển kinh tế xã hội hay không.
Nghèo đói là nguyên nhân chính dẫn đến sự phổ biến bệnh sốt rét ở vùng cận Sahara, Châu Phi (Degarege và cs., 2019 ). Người dân sống trong nghèo đói không phải lúc nào cũng có đủ khả năng mua hóa chất, màn chống muỗi hoặc thuốc điều trị (Macintyre và cs., 2002). Các lý do gián tiếp bao gồm nhà cửa xây dựng kém chất lượng tạo điều kiện cho muỗi Anopheles spp. dễ dàng xâm nhập (Lindsay và cs., 2003 ) và trình độ giáo dục hạn chế dẫn đến nhận thức thấp về phòng ngừa và điều trị sốt rét (Tarimo và cs., 2000; Njama và cs., 2003 ). Giảm nghèo sẽ làm giảm gánh nặng bệnh sốt rét, đồng thời cũng làm giảm tỷ lệ mắc các bệnh không lây khác như tiểu đường hoặc tim mạch (Pullar và cs., 2018). Do đó, các biện pháp YTCC và tăng cường đầu tư hướng đến phát triển kinh tế xã hội thay vì các công nghệ sinh học mới có thể mang lại nhiều lợi ích (Tusting và cs., 2013 ). Tuy nhiên, việc xóa bỏ bệnh sốt rét sẽ làm giảm nghèo đói vì căn bệnh này cản trở sự phát triển kinh tế (Arrow, Panosian và cs., 2004). Hơn nữa, tình trạng kinh tế xã hội của một quốc gia không phải là lý do duy nhất dẫn đến tỷ lệ mắc bệnh sốt rét cao. Điều kiện môi trường cũng đóng vai trò quan trọng (Endo và Eltahir, 2016). Báo cáo của TCYTTG về việc xóa bỏ bệnh sốt rét cho biết việc xóa bỏ bệnh sốt rét sẽ mang lại lợi nhuận đầu tư hàng tỷ USD (WHO, 2020). Hơn nữa, việc làm ngơ trước các bệnh tật trong khi tập trung vào sự phát triển kinh tế xã hội là phi đạo đức từ góc độ công bằng, vì tiếp cận chăm sóc sức khỏe là quyền cơ bản của mỗi người.
Hình 7. Tỷ phú Bill Gate với Quỹ B&MGF đang đầu tư và kỳ vọng sự biến đổi gen
của muỗi sẽ giúp việc phòng chống nhiều bệnh vector truyền nhanh hơn
Một công nghệ phức tạp và mang nặng tính đạo đức như công nghệ dẫn truyền gen cần các quy trình ra quyết định hiệu quả và mạnh mẽ. Câu hỏi về việc ai nên tham gia vào các quy trình này là vô cùng quan trọng. Viện Hàn lâm Khoa học, Kỹ thuật và Y học Quốc gia (2016) mô tả sự tham gia là một phần thiết yếu của nghiên cứu và phát triển công nghệ dẫn truyền gen. TCYTTG cũng nhấn mạnh sự cần thiết của sự tham gia của cộng đồng trong các thử nghiệm muỗi biến đổi gen (WHO, 2014). Nhìn chung, việc biến đổi gen đã gặp phải nhiều sự phản đối từ cộng đồng. Việc giới thiệu công nghệ dẫn truyền gen thậm chí còn khó khăn hơn, bởi vì đây là một công nghệ mới và phức tạp, khó giải thích. Điều này gây ra cái gọi là “khoảng cách nhận thức” giữa các nhà khoa học, nhà hoạch định chính sách, cơ quan quản lý và công chúng (Cisnetto và Barlow, 2020). Việc giành được lòng tin của công chúng là vô cùng quan trọng để được chấp nhận. Để đạt được điều này, cần phải minh bạch một cách đầy đủ với tư cách là một nhóm nghiên cứu (Cisnetto và cs., 2020).
Oxitec, một công ty công nghệ sinh học của Anh, cũng đã phát triển muỗi biến đổi gen. Công ty này nhắm mục tiêu vào muỗi Aedes Aegypti, loài muỗi trung gian truyền bệnh Zika và sốt xuất huyết. Công nghệ của họ dựa trên một "gen tự giới hạn" ngăn cản muỗi cái sống sót. Gen này không tồn tại lâu dài, có nghĩa là không giống như cơ chế truyền gen, gen này tuân theo mô hình di truyền Mendel (Oxitec, 2020). Điều này có nghĩa là muỗi biến đổi gen mới phải được thả thường xuyên để duy trì sự hiện diện của gen trong hệ sinh thái (Cisnetto và Barlow, 2020). Công ty đã thực hiện thành công các thử nghiệm thực địa tại quần đảo Cayman và Brazil, nơi quần thể muỗi Ae. aegypti đã giảm lần lượt 80% và 95% (Harris và cs., 2012; Carvalho và cs., 2015). Khi
Oxitec giới thiệu muỗi biến đổi gen của họ tại quần đảo Cayman, họ đã được chính phủ chấp thuận nhưng không nhận được sự đồng ý hoặc thậm chí thông báo cho cộng đồng địa phương (Resnik và cs., 2018). Điều này dẫn đến nhiều chỉ trích và các thử nghiệm thực địa tiếp theo ở Malaysia, Brazil và Florida đã được tiến hành với sự tham gia cộng đồng có đạo đức. Có vẻ như khi cộng đồng được tham gia hiệu quả, điều này dẫn đến thái độ cởi mở hơn đối với công nghệ (Resnik và cs., 2018 ). Khi Target Malaria thực hiện một thử nghiệm thực địa nhỏ với muỗi biến đổi gen tại một ngôi làng ở Burkina Faso, họ đã tích cực tham gia với cộng đồng địa phương, cùng phát triển một mô hình chấp nhận, trong đó một nhóm cộng đồng tham khảo đã được thành lập (Target Malaria 2019 ). Resnik ( 2018 ) đã nêu ra các tiêu chuẩn chung trong hướng dẫn được sử dụng để tham gia có đạo đức với cộng đồng trong bài báo của mình. Chúng bao gồm tính kịp thời, sự đồng ý chia sẻ thông tin, tính minh bạch, khả năng đáp ứng, sự hiểu biết lẫn nhau, sự tôn trọng và tính toàn diện. Nếu Target Malaria tiếp tục tham gia với các cộng đồng nơi các thử nghiệm thực địa tiếp theo sẽ được tiến hành theo các tiêu chuẩn này, lòng tin của công chúng có thể sẽ dần được hình thành, điều này rất quan trọng đối với việc thả muỗi A. gambiae thực sự sau này .
Đến nay, chỉ có các thử nghiệm thực địa được thực hiện trong đó các sinh vật biến đổi gen được kiểm soát về mặt vật lý hoặc sinh thái. Trong trường hợp này, muỗi biến đổi gen khó có khả năng thoát ra ngoài và các thử nghiệm có thể nhanh chóng bị chấm dứt (WHO, 2014). Giai đoạn thực hiện thực tế, hay thả muỗi biến đổi gen ra môi trường tự nhiên, lại đi kèm với nhiều vấn đề đạo đức phức tạp hơn. Khả năng di chuyển của muỗi có thể khiến muỗi biến đổi gen di chuyển qua biên giới. Việc di chuyển xuyên biên giới đã được giải quyết bởi trong số những điều khác, Nghị định thư Cartagena về An toàn Sinh học (CPB) là hiệp ước Quốc tế quan trọng nhất được phê chuẩn có ảnh hưởng đến việc điều chỉnh muỗi biến đổi gen ở các nước đang phát triển (WHO, 2014). Nghị định thư mô tả một thủ tục thỏa thuận thông báo trước được áp dụng trước lần di cư xuyên biên giới có chủ ý đầu tiên của các sinh vật biến đổi gen (Công ước về Đa dạng Sinh học, 2013). Tuy nhiên, thủ tục AIA yêu cầu phải xác định khả năng di chuyển xuyên biên giới không chủ ý. Vì điều này rất khó xác định và ngăn chặn bằng công nghệ truyền gen, nên việc thả ra môi trường sẽ không khả thi (Marshall và cs., 2010 ). Khi CPB được thành lập, công nghệ dẫn truyền gen vẫn chưa xuất hiện và công nghệ mới này đã gây ra nhiều vấn đề mới. Cần phải thiết lập các giao thức mới để giải quyết các vấn đề liên quan đến sự di chuyển xuyên biên giới. Những phát triển tiếp theo trong công nghệ, như dẫn truyền gen theo kiểu chuỗi liên kết (daisy-chain gene drives), cũng có thể làm giảm nguy cơ dẫn truyền gen lan rộng sang các khu vực không phải mục tiêu (Noble và cs., 2019).
Hình 8. Nghiên cứu các muỗi biến đổi gen nhằm kiểm soát và loại trừ các bệnh do vector
truyền và sốt rét nói riêng – Cần xem xét khái cạnh đạo đức đối với quần thể sinh vật?
Một vấn đề chưa được giải quyết là mức độ đồng thuận cần thiết. Sự đồng thuận của cộng đồng có thể trở nên không đủ vì muỗi có thể di chuyển khắp các quốc gia. Việc có cho phép thả muỗi biến đổi genở một quốc gia hay không rất có thể sẽ do chính phủ quốc gia đó quyết định. Tuy nhiên, việc tham gia có đạo đức với cộng đồng ở những nơi thả muỗi vẫn là điều cần thiết. Cộng đồng này cũng cần được định nghĩa chính xác. Resnik (2019) đề xuất rằng cộng đồng bao gồm “những người sống đủ gần địa điểm thử nghiệm thực địa được đề xuất để sức khỏe hoặc môi trường của họ có khả năng bị ảnh hưởng trực tiếp và ngay lập tức bởi việc thả muỗi”. Các khu vực lân cận không phải mục tiêu cũng sẽ là một phần của sự tham gia của cộng đồng. Nếu muỗi biến đổi gen lan rộng hơn dự kiến, điều quan trọng là mọi người phải nhận được đủ thông tin về công nghệ này. Do đó, cần có một chiến dịch thông tin rộng rãi ở các quốc gia nơi muỗi có thể sinh sống và sinh sản. Đây sẽ là một thách thức khó khăn nhưng cần thiết trong việc triển khai và tương lai của công nghệ này.
Ngăn ngừa đau khổ cho con người bằng cách loại bỏ các bệnh truyền nhiễm là một nguyên tắc đạo đức được chấp nhận rộng rãi, đóng vai trò trung tâm trong hoạch định chính sách và khoa học. Đây cũng là nền tảng đạo đức của YTCC. Tuy nhiên, có nhiều cách khác nhau để đạt được mục tiêu này, và cần sử dụng phương tiện được biện minh về mặt đạo đức nhất. Mặc dù việc biến đổi gen một sinh vật có thể được biện minh từ góc độ y tế công cộng, nhưng nó lại đặt ra một số mối lo ngại về đạo đức. Điều này đặc biệt đúng khi kỹ thuật này khiến sinh vật đó tuyệt chủng, vì rủi ro có thể quá lớn để biện minh cho sự can thiệp. Cần phải lập một bảng cân đối chi tiết, nêu rõ các hậu quả có lợi và bất lợi có thể xảy ra, để đưa ra quyết định sáng suốt về việc thực hiện biện pháp như vậy.
Việc tiêu diệt các loài vì lợi ích sức khỏe cộng đồng đặt ra nhiều vấn đề đạo đức. Thực tế là con người đã gây ra sự tuyệt chủng của nhiều loài khác và có thể cố ý tiêu diệt thêm một loài nữa chỉ để cứu thêm nhiều mạng sống đòi hỏi sự cân nhắc nghiêm túc. Giá trị nội tại và vị thế đạo đức của một loài phải được xem xét khi thảo luận về việc “tiêu diệt”. Vì loài muỗi An. gambiae thường được coi là có vị thế đạo đức thấp, nên việc tiêu diệt nó khỏi trái đất sẽ không khiến nhiều người tiếc nuối. Ngay cả nhà bảo tồn nổi tiếng EO Wilson cũng đã bày tỏ mong muốn tiêu diệt An. gambiae (Adler và cs., 2016).Việc áp dụng công nghệ dẫn truyền gen để loại bỏ muỗi An. gambiae đang gặp phải nhiều lo ngại do tác dụng phụ của nó. Tuy nhiên, biện pháp can thiệp phổ rộng hiện nay chống lại sốt rét có thể làm giảm đa dạng sinh học nhiều hơn so với các công nghệ dẫn truyền gen đặc hiệu loài. Dù vậy, cần phải tiến hành phân tích lợi ích - thiệt hại để xác định liệu việc thả muỗi biến đổi gen vào tự nhiên có mang lại lợi ích hay không. Sau đó, cần đưa ra quyết định về những rủi ro có thể chấp nhận được. Xét đến việc việc xóa bỏ bệnh sốt rét sẽ cứu sống hàng trăm nghìn người mỗi năm, việc hoàn toàn bác bỏ kỹ thuật này là phi đạo đức.
Dường như các nhà hoạch định chính sách phải đưa ra quyết định liệu nên đầu tư vào các công nghệ sinh học mới để chống lại sốt rét hay tập trung vào phát triển kinh tế - xã hội. Tuy nhiên, việc xóa bỏ bệnh sốt rét cũng sẽ có tác động tích cực đến tình trạng kinh tế - xã hội một quốc gia. Một tổ chức phi lợi nhuận như Target Malaria có thể hỗ trợ điều này bằng cách phát triển và cung cấp các loại muỗi biến đổi gen, bổ sung vào các nỗ lực hiện tại chống lại sốt rét. Tuy nhiên, điều quan trọng là tổ chức đó phải đủ minh bạch và tạo dựng được lòng tin công chúng. Sự tham gia của cộng đồng sẽ đóng vai trò rất quan trọng để đạt được điều này.
Việc “phát hành” muỗi biến đổi gen cuối cùng sẽ được điều chỉnh bởi các chính phủ quốc gia. Họ phải đạt được thỏa thuận do khả năng muỗi di chuyển xuyên biên giới. Nghị định thư Cartagena về an toàn sinh học cung cấp hướng dẫn cho việc này, nhưng sẽ cần các nghị định thư mới để giải quyết vấn đề này. Việc đạt được sự đồng thuận của công chúng đối với một công nghệ được triển khai trên quy mô lớn sẽ là một trở ngại trong việc ứng dụng thực tiễn. Bước đầu tiên hướng tới sự tham gia của công chúng rằng đảm bảo rằng công chúng có đủ thông tin về công nghệ này.
TÀI LIỆU THAM KHẢO
1. From a 2023 publication in Nature, funestus was noted to have an expected average life span of 6.5 days in the wild in Tanzania, while for An. arabiensis, a major malaria vector in the Gambiae complex, the average expected life span is only 3.6 days. In laboratory conditions, An. funestus has median life expectancy of 28 days, while this is 20 days for An. arabiensis.
2. World Health Organization. Malaria. Available at: https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/malaria (Accessed: June 2025)
3. The DNA data were compared to a reference genome created from a mosquito caught in Gabon.
4. Gene drive is a method for genetically modifying malaria-transmitting mosquitoes, spreading the modification through wild populations and ultimately, reducing their ability to transmit malaria
5. The Malaria Vector Genome Observatory is a collaborative project that has sequenced the genomes of thousands of Anopheles The data are available to enhance the monitoring and surveillance of natural populations of An. Funestus mosquitoes. Malaria Vector Genome Observatory.
6. Rénia L., Goh Y.S. Malaria parasites: The great escape. Front. Immunol. 2016;7:463.
7. Cowman A.F., Healer J., Marapana D., Marsh K. Malaria: Biology and disease. Cell. 2016;167:610–624.
8. Sato S. Plasmodium: A brief introduction to the parasites causing human malaria and their basic biology. J. Physiol. Anthropol. 2021;40:1–13.
9. Zareen S., Rehman H.U., Gul N., Zareen H., Hisham M., Rehman M.U., Bibi S., Bakht A., Khan J., Saeed K., et al. Malaria is still a life threatening disease review. J. Entomol. Zool. Stud. 2016;105:105–112.
10. Ye R., Tian Y., Huang Y., Zhang Y., Wang J., Sun X., Zhou H., Zhang D., Pan W. Genome-wide analysis of genetic diversity in plasmodium falciparum isolates from China–Myanmar border. Front. Genet. 2019;10:1–8.
11. Laporta G.Z., Linton Y.M., Wilkerson R.C., Bergo E.S., Nagaki S.S., Sant’Ana D.C., Sallum M.A.M. Malaria vectors in South America: Current and future scenarios. Parasites Vectors. 2015;8:1–13.
12. Sanei-Dehkordi A., Soleimani-Ahmadi M., Jaberhashemi S.A., Zare M. Species composition, seasonal abundance and distribution of potential anopheline vectors in a malaria endemic area of Iran: Field assessment for malaria elimination. Malar. J. 2019;18:1–9.
13. Guglielmi G. Malaria cases are falling worldwide. Nature. 2019:1–4.
14. Nsanzabana C. Strengthening surveillance systems for malaria elimination by integrating molecular and genomic data. Trop. Med. Infect. Dis. 2019;4:139.
15. Gatton M.L., Martin L.B., Cheng Q. Evolution of resistance to sulfadoxine-pyrimethamine in plasmodium falciparum. Antimicrob. Agents Chemother. 2004;48:2116–2123.
16. Fagbemi K.A., Adebusuyi S.A., Nderu D., Adedokun S.A., Pallerla S.R., Amoo A.O.J., Thomas B.N., Velavan T.P., Ojurongbe O. Analysis of sulphadoxine–Pyrimethamine resistance-associated mutations in plasmodium falciparum isolates obtained from asymptomatic pregnant women in Ogun State, Southwest Nigeria. Infect. Genet. Evol. 2020;85:104503.
17. Juge N., Moriyama S., Miyaji T., Kawakami M., Iwai H., Fukui T., Nelson N., Omote H., Moriyama Y. Plasmodium falciparum chloroquine resistance transporter is a H+ -coupled polyspecific nutrient and drug exporter. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015;112:3356–3361.
18. Roux A.T., Maharaj L., Oyegoke O., Akoniyon O.P., Adeleke M.A., Maharaj R., Okpeku M. Chloroquine and sulfadoxine–pyrimethamine resistance in Sub-Saharan Africa: A review. Front. Genet. 2021;12:1–15.
19. Gimenez A.M., Marques R.F., Regiart M., Bargieri D.Y. Diagnostic methods for non-falciparum malaria. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2021;11:536.
20. Manning L., Laman M., Rosanas-Urgell A., Turlach B., Aipit S., Bona C., Warrell J., Siba P., Mueller I., Davis T.M.E. Rapid antigen detection tests for malaria diagnosis in severely ill Papua New Guinean children: A comparative study using bayesian latent class models. PLoS ONE. 2012;7:e48701.
21. Berzosa P., De Lucio A., Romay-Barja M., Herrador Z., González V., García L., Fernández-Martínez A., Santana-Morales M., Ncogo P., Valladares B., et al. Comparison of three diagnostic methods (microscopy, RDT, and PCR) for the detection of malaria parasites in representative samples from Equatorial Guinea 11 medical and health sciences 1108 medical microbiology. Malar. J. 2018;17:1–12.
22. Krishna S., Bharti P.K., Chandel H.S., Ahmad A., Kumar R., Singh P.P., Singh M.P., Singh N. Detection of mixed infections with plasmodium spp. by PCR, India, 2014. Emerg. Infect. Dis. 2015;21:1853.
23. Wongsrichanalai C., Barcus M.J., Muth S., Sutamihardja A., Wernsdorfer W.H. A review of malaria diagnostic tools: Microscopy and rapid diagnostic test (RDT) Am. J. Trop. Med. Hyg. 2007;77:119–127.
24. Tessema S.K., Raman J., Duffy C.W., Ishengoma D.S., Amambua-Ngwa A., Greenhouse B. Applying next-generation sequencing to track falciparum malaria in Sub-Saharan Africa. Malar. J. 2019;18:1–9.
25. Neafsey D.E., Volkman S.K. Malaria genomics in the era of eradication. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2017;7:a025544.
26. Molina-Cruz A., Raytselis N., Withers R., Traore B., Carpi G., Silva J.C., Barillas-Mury C. A genotyping assay to determine geographic origin and transmission potential of plasmodium falciparum malaria cases. Commun. Biol. 2021;4:1–6.
27. Usman-Yamman H., Omalu C.J.I., Abubakar A., Abolarinwa S.O., Eke S.S., Otuu C.A. Genetic diversity of plasmodium falciparum isolates in Minna, North Central Nigeria inferred by PCR genotyping of merozoite surface protein 1 and 2. Infect. Genet. Evol. 2021;96:105143.
28. Akter J., Thriemer K., Khan W.A., Sullivan D.J., Noedl H., Haque R. Genotyping of plasmodium falciparum using antigenic polymorphic markers and to study anti-malarial drug resistance markers in malaria endemic areas of Bangladesh. Malar. J. 2012;11:1–6.
29. Mardis E.R. A decade’s perspective on DNA sequencing technology. Nature. 2011;470:198–203. doi: 10.1038/nature09796.
30. Goodwin S., McPherson J.D., McCombie W.R. Coming of age: Ten years of next-generation sequencing technologies. Nat. Rev. Genet. 2016;17:333–351.
31. Satta G., Lipman M., Smith G.P., Arnold C., Kon O.M., McHugh T.D. Mycobacterium tuberculosis and whole-genome sequencing: How close are we to unleashing its full potential? Clin. Microbiol. Infect. 2018;24:604–609.
32. Mardis E.R. New strategies and emerging technologies for massively parallel sequencing: Applications in medical research. Genome Med. 2009;1:1–4.
33. Winter D.J., Pacheco M.A., Vallejo A.F., Schwartz R.S., Arevalo-Herrera M., Herrera S., Cartwright R.A., Escalante A.A. Whole genome sequencing of field isolates reveals extensive genetic diversity in plasmodium vivax from Colombia. PLoS Negl. Trop. Dis. 2015;9:e0004252.
34. McCombie W.R., McPherson J.D., Mardis E.R. Next-generation sequencing technologies. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2019;9:a036798.
35. Shendure J., Ji H. Next-generation DNA sequencing. Nat. Biotechnol. 2008;26:1135–1145.
36. Mardis E.R. DNA sequencing technologies: 2006–2016. Nat. Protoc. 2017;12:213–218.
37. Portmann A.C., Fournier C., Gimonet J., Ngom-Bru C., Barretto C., Baert L. A validation approach of an end-to-end whole genome sequencing workflow for source tracking of listeria monocytogenes and salmonella enterica. Front. Microbiol. 2018;9:446.
38. Forrester S.J., Hall N. The revolution of whole genome sequencing to study parasites. Mol. Biochem. Parasitol. 2014;195:77–81.
39. Leipzig J. A review of bioinformatic pipeline frameworks. Brief. Bioinform. 2017;18:530–536.
40. Zanini S., Šečić E., Jelonek L., Kogel K.H. A bioinformatics pipeline for the analysis and target prediction of rna effectors in bidirectional communication during plant–microbe interactions. Front. Plant. Sci. 2018;9:1212.
41. Yin R., Kwoh C.K., Zheng J. Whole genome sequencing analysis. Encycl. Bioinform. Comput. Biol. ABC Bioinform. 2018;1–3:176–183.
42. Roy S., Coldren C., Karunamurthy A., Kip N.S., Klee E.W., Lincoln S.E., Leon A., Pullambhatla M., Temple-Smolkin R.L., Voelkerding K.V., et al. Standards and guidelines for validating next-generation sequencing bioinformatics pipelines: A joint recommendation of the association for molecular pathology and the college of American pathologists. J. Mol. Diagn. 2018;20:4–27.
43. Flicek P., Birney E. Sense from sequence reads: Methods for alignment and assembly. Nat. Methods. 2009;6:S6–S12.
44. Li H., Durbin R. Fast and accurate short read alignment with burrows-wheeler transform. Bioinformatics. 2009;25:1754–1760.
45. .Robertson G., Schein J., Chiu R., Corbett R., Field M., Jackman S.D., Mungall K., Lee S., Okada H.M., Qian J.Q., et al. De novo assembly and analysis of RNA-seq data. Nat. Methods. 2010;7:909–912.
46. Schoumans J., Ruivenkamp C., Tools B., Gene D., Mooney S.D., Krishnan V.G., Evani U.S. Chapter 12: Whole genome sequencing. Methods Mol. Biol. 2010;628:53–73.
47. Wu J., Wu M., Chen T., Jiang R. Whole genome sequencing and its applications in medical genetics. Quant. Biol. 2016;4:115–128.
48. Liu X., Han S., Wang Z., Gelernter J., Yang B.Z. Variant callers for next-generation sequencing data: A comparison study. PLoS ONE. 2013;8:1–11.
49. Shen H.M., Chen S.B., Cui Y.B., Xu B., Kassegne K., Abe E.M., Wang Y., Chen J.H. Whole-genome sequencing and analysis of plasmodium falciparum isolates from China-Myanmar border area. Infect. Dis. Poverty. 2018;7:118.
50. Kassegne K., Komi Koukoura K., Shen H.-M., Chen S.-B., Fu H.-T., Chen Y.-Q., Zhou X.-N., Chen J.-H., Cheng Y. Genome-wide analysis of the malaria parasite plasmodium falciparum isolates from Togo reveals selective signals in immune selection-related antigen genes. Front. Immunol. 2020;11:2433.
51. Mobegi V.A., Duffy C.W., Amambua-Ngwa A., Loua K.M., Laman E., Nwakanma D.C., MacInnis B., Aspeling-Jones H., Murray L., Clark T.G., et al. Genome-wide analysis of selection on the malaria parasite plasmodium falciparum in west African populations of differing infection endemicity. Mol. Biol. Evol. 2014;31:1490–1499.
52. Carlton J.M., Escalante A.A., Neafsey D., Volkman S.K. Comparative evolutionary genomics of human malaria parasites. Trends Parasitol. 2008;24:545–550.
Cornejo O.E., Fisher D., Escalante A.A. Genome-wide patterns of genetic polymorphism and signatures of selection in plasmodium vivax. Genome Biol. Evol. 2014;7:106–119.
53. Ocholla H., Preston M.D., Mipando M., Jensen A.T.R., Campino S., Macinnis B., Alcock D., Terlouw A., Zongo I., Oudraogo J.B., et al. Whole-genome scans provide evidence of adaptive evolution in Malawian plasmodium falciparum isolates. J. Infect. Dis. 2014;210:1991–2000.
54. Loy D.E., Plenderleith L.J., Sundararaman S.A., Liu W., Gruszczyk J., Chen Y.J., Trimboli S., Learn G.H., MacLean O.A., Morgan A.L.K., et al. Evolutionary history of human plasmodium vivax revealed by genome-wide analyses of related ape parasites. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2018;115:E8450–E8459.
55. Nair S., Miller B., Barends M., Jaidee A., Patel J., Mayxay M., Newton P., Nosten F., Ferdig M.T., Anderson T.J.C. Adaptive copy number evolution in malaria parasites. PLoS Genet. 2008;4:e1000243.
56. Kwong J.C., Mccallum N., Sintchenko V., Howden B.P. Whole genome sequencing in clinical and public health microbiology. Pathology. 2015;47:199–210.
57. Van El C.G., Cornel M.C., Borry P., Hastings R.J., Fellmann F., Hodgson S.V., Howard H.C., Cambon-Thomsen A., Knoppers B.M., Meijers-Heijboer H., et al. Whole-genome sequencing in health care. Eur. J. Hum. Genet. 2013;21:580–584.
58. Davis-Turak J., Courtney S.M., Hazard E.S., Glen W.B., da Silveira W.A., Wesselman T., Harbin L.P., Wolf B.J., Chung D., Hardiman G. Genomics pipelines and data integration: Challenges and opportunities in the research setting. Expert Rev. Mol. Diagn. 2017;17:225–237.
59. Tucker T., Marra M., Friedman J.M. Massively parallel sequencing: The next big thing in genetic medicine. Am. J. Hum. Genet. 2009;85:142–154.
60. Stasiewicz M.J., Oliver H.F., Wiedmann M., Den Bakker H.C. Whole-genome sequencing allows for improved identification of persistent listeria monocytogenes in food-associated environments. Appl. Environ. Microbiol. 2015;81:6024–6037.
61. Pightling A.W., Pettengill J.B., Luo Y., Baugher J.D., Rand H., Strain E. Interpreting whole-genome sequence analyses of foodborne bacteria for regulatory applications and outbreak investigations. Front. Microbiol. 2018;9:1–13.
62. Franz E., Delaquis P., Morabito S., Beutin L., Gobius K., Rasko D.A., Bono J., French N., Osek J., Lindstedt B.A., et al. Exploiting the explosion of information associated with whole genome sequencing to tackle shiga toxin-producing escherichia coli (STEC) in global food production systems. Int. J. Food Microbiol. 2014;187:57–72.
63. World Health Organization . Whole Genome Sequencing for Foodborne Disease Surveillance. WHO; Geneva, Switzerland: 2018.
64. Alghoribi M.F., Balkhy H.H., Woodford N., Ellington M.J. The role of whole genome sequencing in monitoring antimicrobial resistance: A biosafety and public health priority in the Arabian peninsula. J. Infect. Public Health. 2018;11:784–787.
65. Balloux F., Brønstad Brynildsrud O., Van Dorp L., Shaw L.P., Chen H., Harris K.A., Wang H., Eldholm V. From theory to practice: Translating whole-genome sequencing (WGS) into the clinic. Trends Microbiol. 2018;26:1035–1048.
66. Manga I., Hasman H., Smidkova J., Medvecky M., Dolejska M., Cizek A. Fecal carriage and whole-genome sequencing-assisted characterization of CMY-2 beta-lactamase-producing escherichia coli in calves at Czech dairy cow farm. Foodborne Pathog. Dis. 2019;16:42–53.
67. Ronholm J., Nasheri N., Petronella N., Pagotto F. Navigating microbiological food safety in the era of whole-genome sequencing. Clin. Microbiol. Rev. 2016;29:837–857.
68. Argimón S., Masim M.A.L., Gayeta J.M., Lagrada M.L., Macaranas P.K.V., Cohen V., Limas M.T., Espiritu H.O., Palarca J.C., Chilam J., et al. Integrating whole-genome sequencing within the national antimicrobial resistance surveillance program in the Philippines. Nat. Commun. 2020;11:1–15.
69. Gygli S.M., Keller P.M., Ballif M., Reinhard M., Ritter C., Sander P., Borrell S., Loo J.C., Avihingsanon A., Gnokoro J., et al. Crossm prediction in mycobacterium tuberculosis. Antimicrob. Agents Chemother. 2019;63:1–13.
70. Srivatsan A., Han Y., Peng J., Tehranchi A.K., Gibbs R., Wang J.D., Chen R. High-precision, whole-genome sequencing of laboratory strains facilitates genetic studies. PLoS Genet. 2008;4:e1000139.
71. Manara S., Pasolli E., Dolce D., Ravenni N., Mengoni A., Galli L., Montagnani C., et al. Whole-genome epidemiology, characterisation, and phylogenetic reconstruction of staphylococcus aureus strains in a paediatric hospital 11 medical and health sciences 1108 medical microbiology 06 biological sciences 0604 genetics 11 medical and health sciences 1103 clinical sciences. Genome Med. 2018;10:1–19.
72. Abdelbary M.M.H., Basset P., Blanc D.S., Feil E.J. The Evolution and Dynamics of Methicillin-Resistant Staphylococcus Aureus. Elsevier; Amsterdam, The Netherlands: 2017.
73. Price J., Gordon N.C., Crook D., Llewelyn M., Paul J. The usefulness of whole genome sequencing in the management of staphylococcus aureus infections. Clin. Microbiol. Infect. 2013;19:784–789.
74. Greig D.R., Schaefer U., Octavia S., Hunter E., Chattaway M.A., Dallman T.J., Jenkins C. Crossm and typing of vibrio cholerae. J. Clin. Microbiol. 2018;56:1–8.
75. Reuter S., Ellington M.J., Cartwright E.J.P., Köser C.U., Török M.E., Gouliouris T., Harris S.R., Brown N.M., Holden M.T.G., Quail M., et al. Rapid bacterial whole-genome sequencing to enhance diagnostic and public health microbiology. JAMA Intern. Med. 2013;173:1397–1404.
76. Shen Y., Sarin S., Liu Y., Hobert O., Pe’er I. Comparing platforms for c. elegans mutant identification using high-throughput whole-genome sequencing. PLoS ONE. 2008;3:2–7.
77. Meehan C.J., Goig G.A., Kohl T.A., Verboven L., Dippenaar A., Ezewudo M., Farhat M.R., Guthrie J.L., Laukens K., Miotto P., et al. Whole genome sequencing of mycobacterium tuberculosis: Current standards and open issues. Nat. Rev. Microbiol. 2019;17:533–545.
78. Samarakoon U., Regier A., Tan A., Desany B.A., Collins B., Tan J.C., Emrich S.J., Ferdig M.T. High-throughput 454 resequencing for allele discovery and recombination mapping in plasmodium falciparum. BMC Genom. 2011;12:1–14.
79. Zhu G., Zhong D., Cao J., Zhou H., Li J., Liu Y., Bai L., Xu S., Wang M.H., Zhou G., et al. Transcriptome profiling of pyrethroid resistant and susceptible mosquitoes in the malaria vector, anopheles sinensis. BMC Genom. 2014;15:1–14.
80. Su Z., Ning B., Fang H., Hong H., Perkins R., Tong W., Shi L. Next-generation sequencing and its applications in molecular diagnostics. Expert Rev. Mol. Diagn. 2011;11:333–343.
81. Metzker M.L. Sequencing technologies the next generation. Nat. Rev. Genet. 2010;11:31–46.
82. Rask T.S., Petersen B., Chen D.S., Day K.P., Pedersen A.G. Using expected sequence features to improve basecalling accuracy of amplicon pyrosequencing data. BMC Bioinform. 2016;17:1–10.
83. Van Vliet A.H.M. Next generation sequencing of microbial transcriptomes: Challenges and opportunities. FEMS Microbiol. Lett. 2010;302:1–7.
84. Zavodna M., Bagshaw A., Brauning R., Gemmell N.J. The accuracy, feasibility and challenges of sequencing short tandem repeats using next-generation sequencing platforms. PLoS ONE. 2014;9:e113862.
85. Koboldt D.C., Ding L., Mardis E.R., Wilson R.K. Challenges of sequencing human genomes. Brief. Bioinform. 2010;11:484–498.
86. Gregory R., Darby A.C., Irving H., Coulibaly M.B., Hughes M., Koekemoer L.L., Coetzee M., Ranson H., Hemingway J., Hall N., et al. A de novo expression profiling of anopheles funestus, malaria vector in Africa, using 454 pyrosequencing. PLoS ONE. 2011;6:e17418.
87. Tachibana S.I., Sullivan S.A., Kawai S., Nakamura S., Kim H.R., Goto N., Arisue N., Palacpac N.M.Q., Honma H., Yagi M., et al. Plasmodium cynomolgi genome sequences provide insight into plasmodium vivax and the monkey malaria clade. Nat. Genet. 2012;44:1051–1055.
88. Martínez-Barnetche J., Gómez-Barreto R.E., Ovilla-Muñoz M., Téllez-Sosa J., López D.E.G., Dinglasan R.R., Mohien C.U., MacCallum R.M., Redmond S.N., Gibbons J.G., et al. Transcriptome of the adult female malaria mosquito vector anopheles albimanus. BMC Genom. 2012;13:1–17.
89. Lalremruata A., Jeyaraj S., Engleitner T., Joanny F., Lang A., Bélard S., Mombo-Ngoma G., Ramharter M., Kremsner P.G., Mordmüller B., et al. Species and genotype diversity of plasmodium in malaria patients from Gabon analysed by next generation sequencing. Malar. J. 2017;16:1–11.
90. Pringle J.C., Wesolowski A., Berube S., Kobayashi T., Gebhardt M.E., Mulenga M., Chaponda M., Bobanga T., Juliano J.J., Meshnick S., et al. High plasmodium falciparum genetic diversity and temporal stability despite control efforts in high transmission settings along the international border between Zambia and the Democratic Republic of the Congo. Malar. J. 2019;18:1–13.
91. Le Roch K.G., Chung D.W.D., Ponts N. Genomics and integrated systems biology in plasmodium falciparum: A path to malaria control and eradication. Parasite Immunol. 2012;34:50–60.
92. Xuan J., Yu Y., Qing T., Guo L., Shi L. Next-generation sequencing in the clinic: Promises and challenges. Cancer Lett. 2013;340:284–295.
93. Neafsey D.E., Galinsky K., Jiang R.H.Y., Young L., Sykes S.M., Saif S., Gujja S., Goldberg J.M., Young S., Zeng Q., et al. The malaria parasite plasmodium vivax exhibits greater genetic diversity than plasmodium falciparum. Nat. Genet. 2012;44:1046–1050.
94. Manske M., Miotto O., Campino S., Auburn S., Almagro-Garcia J., Maslen G., O’Brien J., Djimde A., Doumbo O., Zongo I., et al. Analysis of plasmodium falciparum diversity in natural infections by deep sequencing. Nature. 2012;487:375–379.
95. Campino S., Auburn S., Kivinen K., Zongo I., Ouedraogo J.B., Mangano V., Djimde A., Doumbo O.K., Kiara S.M., Nzila A., et al. Population genetic analysis of plasmodium falciparum parasites using a customized illumina goldengate genotyping assay. PLoS ONE. 2011;6:e20251.
96. Dharia N.V., Bright A.T., Westenberger S.J., Barnes S.W., Batalov S., Kuhen K., Borboa R., Federe G.C., McClean C.M., Vinetz J.M., et al. Whole-genome sequencing and microarray analysis of ex vivo plasmodium vivax reveal selective pressure on putative drug resistance genes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010;107:20045–20050.
97. Ghansah A., Kamau E., Amambua-Ngwa A., Ishengoma D.S., Maiga-Ascofare O., Amenga-Etego L., Deme A., Yavo W., Randrianarivelojosia M., Ochola-Oyier L.I., et al. Targeted next generation sequencing for malaria research in Africa: Current status and outlook. Malar. J. 2019;18:324.
98. Noviyanti R., Miotto O., Barry A., Marfurt J., Siegel S., Thuy-Nhien N., Quang H.H., Anggraeni N.D., Laihad F., Liu Y., et al. Implementing parasite genotyping into national surveillance frameworks: Feedback from control programmes and researchers in the Asia-Pacific region. Malar. J. 2020;19:1–20.
99. Buyon L.E., Santamaria A.M., Early A.M., Quijada M., Barahona I., Lasso J., Avila M., Volkman S.K., Marti M., Neafsey D.E., et al. Population genomics of plasmodium vivax in Panama to assess the risk of case importation on malaria elimination. PLoS Negl. Trop. Dis. 2020;14:e0008962.
100. Nag S., Dalgaard M.D., Kofoed P.E., Ursing J., Crespo M., Andersen L.O.B., Aarestrup F.M., Lund O., Alifrangis M. High throughput resistance profiling of plasmodium falciparum infections based on custom dual indexing and illumina next generation sequencing-technology. Sci. Rep. 2017;7:1–13.
101. Liu L., Li Y., Li S., Hu N., He Y., Pong R., Lin D., Lu L., Law M. Comparison of next-generation sequencing systems. J. Biomed. Biotechnol. 2012;2012:1–11.
102. Ranade S.S., Chung C.B., Zon G., Boyd V.L. Preparation of genome-wide dna fragment libraries using bisulfite in polyacrylamide gel electrophoresis slices with formamide denaturation and quality control for massively parallel sequencing by oligonucleotide ligation and detection. Anal. Biochem. 2009;390:126–135.
103. Huang Y.F., Chen S.C., Chiang Y.S., Chen T.H., Chiu K.P. Palindromic sequence impedes sequencing-by-ligation mechanism. BMC Syst. Biol. 2012;6:1–7.
104. Nardella F., Halby L., Hammam E., Erdmann D., Cadet-Daniel V., Peronet R., Ménard D., Witkowski B., Mecheri S., Scherf A., et al. DNA methylation bisubstrate inhibitors are fast-acting drugs active against artemisinin-resistant plasmodium falciparum parasites. ACS Cent. Sci. 2020;6:16–21.
105. Mardis E.R. Next-generation DNA sequencing methods. Annu. Rev. Genom. Hum. Genet. 2008;9:387–402.
106. Senabouth A., Andersen S., Shi Q., Shi L., Jiang F., Zhang W., Wing K., Daniszewski M., Lukowski S.W., Hung S.S.C., et al. Comparative performance of the BGI and illumina sequencing technology for single-cell RNA-sequencing. NAR Genom. Bioinform. 2020;2:lqaa034.
107. Xu Y., Lin Z., Tang C., Tang Y., Cai Y., Zhong H., Wang X., Zhang W., Xu C., Wang J., et al. A new massively parallel nanoball sequencing platform for whole exome research. BMC Bioinform. 2019;20:1–9.
108. Garrido-Cardenas J.A., Garcia-Maroto F., Alvarez-Bermejo J.A., Manzano-Agugliaro F. DNA sequencing sensors: An overview. Sensors. 2017;17:588.
109. Levitt B., Obala A., Langdon S., Corcoran D., O’Meara W.P., Taylor S.M. Overlap extension barcoding for the next generation sequencing and genotyping of plasmodium falciparum in individual patients in Western Kenya. Sci. Rep. 2017;7:1–11.
110. Miller R.H., Hathaway N.J., Kharabora O., Mwandagalirwa K., Tshefu A., Meshnick S.R., Taylor S.M., Juliano J.J., Stewart V.A., Bailey J.A. A deep sequencing approach to estimate plasmodium falciparum complexity of infection (COI) and explore apical membrane antigen 1 diversity. Malar. J. 2017;16:1–15.
111. Lin J.T., Hathaway N.J., Saunders D.L., Lon C., Balasubramanian S., Kharabora O., Gosi P., Sriwichai S., Kartchner L., Chuor C.M., et al. Using amplicon deep sequencing to detect genetic signatures of plasmodium vivax relapse. J. Infect. Dis. 2015;212:999–1008.
112. Schadt E.E., Turner S., Kasarskis A. A Window into third-generation sequencing. Hum. Mol. Genet. 2010;19:R227–R240.
113. Eid J., Fehr A., Gray J., Luong K., Lyle J., Otto G., Peluso P., Rank D., Baybayan P., Bettman B., et al. Real-time DNA sequencing from single polymerase molecules. Science. 2009;323:133–138.
114. Roberts R.J., Carneiro M.O., Schatz M.C. The advantages of SMRT sequencing. Genome Biol. 2013;14:1–4.
115. Clarke J., Wu H.C., Jayasinghe L., Patel A., Reid S., Bayley H. Continuous base identification for single-molecule nanopore DNA sequencing. Nat. Nanotechnol. 2009;4:265–270.
116. Vembar S.S., Seetin M., Lambert C., Nattestad M., Schatz M.C., Baybayan P., Scherf A., Smith M.L. Complete telomere-to-telomere de novo assembly of the plasmodium falciparum genome through long-read (>11 kb), single molecule, real-time sequencing. DNA Res. 2016;23:339–351.
117. Dara A., Travassos M.A., Adams M., Schaffer Deroo S., Drábek E.F., Agrawal S., Laufer M.K., Plowe C.V., Silva J.C. A new method for sequencing the hypervariable plasmodium falciparum gene var2csa from clinical samples. Malar. J. 2017;16:1–9.
118. Bryant J.M., Baumgarten S., Lorthiois A., Scheidig-Benatar C., Claës A., Scherf A. De novo genome assembly of a plasmodium falciparum NF54 clone using single-molecule real-time sequencing. Genome Announc. 2018;6:4–5.
119. Thompson J.F., Steinmann K.E. Single molecule sequencing with a heliscope genetic analysis system. Curr. Protoc. Mol. Biol. 2010;92:7–10.
120. Harris T.D., Buzby P.R., Babcock H., Beer E., Bowers J., Braslavsky I., Causey M., Colonell J., DiMeo J., Efcavitch J.W., et al. Single-molecule DNA sequencing of a viral genome. Science. 2008;320:106–109.
121. Deamer D.W., Akeson M. Nanopores and nucleic acids: Prospects for ultrarapid sequencing. Trends Biotechnol. 2000;18:147–151.
122. Wang Y., Zhao Y., Bollas A., Wang Y., Au K.F. Nanopore sequencing technology, bioinformatics and applications. Nat. Biotechnol. 2021;39:1348–1365.
123. Runtuwene L.R., Tuda J.S.B., Mongan A.E., Makalowski W., Frith M.C., Imwong M., Srisutham S., Nguyen Thi L.A., Tuan N.N., Eshita Y., et al. Nanopore sequencing of drug-resistance-associated genes in malaria parasites, plasmodium falciparum. Sci. Rep. 2018;8:1–13.
124. Kono N., Arakawa K. Nanopore sequencing: Review of potential applications in functional genomics. Dev. Growth Differ. 2019;61:316–326.
125. Imai K., Tarumoto N., Runtuwene L.R., Sakai J., Hayashida K., Eshita Y., Maeda R., Tuda J., Ohno H., Murakami T., et al. An innovative diagnostic technology for the codon mutation C580Y in Kelch13 of plasmodium falciparum with MinION manopore sequencer. Malar. J. 2018;17:1–11.
126. Imai K., Tarumoto N., Misawa K., Runtuwene L.R., Sakai J., Hayashida K., Eshita Y., Maeda R., Tuda J., Murakami T., et al. A novel diagnostic method for malaria using loop-mediated isothermal amplification (LAMP) and MinIONTM nanopore sequencer. BMC Infect. Dis. 2017;17:1–9.
127. Zamyatin A., Avdeyev P., Liang J., Sharma A., Chen C., Lukyanchikova V., Alexeev N., Tu Z., Alekseyev M.A., Sharakhov I.V. Chromosome-level genome assemblies of the malaria vectors anopheles coluzzii and anopheles arabiensis. GigaScience. 2021;10:giab017.
128. Chen J.H., Fen J., Zhou X.N. From 30 million to zero malaria cases in China: Lessons learned for China–Africa collaboration in malaria elimination. Infect. Dis. Poverty. 2021;10:1–4.
129. Karunaweera N.D., Galappaththy G.N., Wirth D.F. On the road to eliminate malaria in Sri Lanka: Lessons from history, challenges, gaps in knowledge and research needs. Malar. J. 2014;13:1–10.
130. Gunawardena S., Ferreira M.U., Kapilananda G.M.G., Wirth D.F., Karunaweera N.D. The Sri Lankan paradox: High genetic diversity in plasmodium vivax populations despite decreasing levels of malaria transmission. Parasitology. 2014;141:880–890.
131. Yin R., Kwoh C.K., Zheng J. Whole genome sequencing analysis. In: Ranganathan S., Gribskov M., Nakai K., Schönbach C., editors. Encyclopedia of Bioinformatics and Computational Biology. Academic Press; Oxford, UK: 2019. pp. 176–183.
132. Revez J., Espinosa L., Albiger B., Leitmeyer K.C., Struelens M.J., ECDC National Microbiology Focal Points and Experts Group Survey on the use of whole-genome sequencing for infectious diseases surveillance: Rapid expansion of European national capacities, 2015–2016. Front. Public Health. 2017;5:347.
133. Teyssier N.B., Chen A., Duarte E.M., Sit R., Greenhouse B., Tessema S.K. Optimization of whole-genome sequencing of plasmodium falciparum from low-density dried blood spot samples. Malar. J. 2021;20:116.
134. Gardner M.J., Hall N., Fung E., White O., Berriman M., Hyman R.W., Carlton J.M., Pain A., Nelson K.E., Bowman S., et al. Genome sequence of the human malaria parasite plasmodium falciparum. Nature. 2002;419:498–511.
135. Llinás M., Bozdech Z., Wong E.D., Adai A.T., DeRisi J.L. Comparative whole genome transcriptome analysis of three plasmodium falciparum strains. Nucleic Acids Res. 2006;34:1166–1173.
136. Lucas E.R., Miles A., Harding N.J., Clarkson C.S., Lawniczak M.K.N., Kwiatkowski D.P., Weetman D., Donnelly M.J., Anopheles Gambiae Genomes Consortium Whole-genome sequencing reveals high complexity of copy number variation at insecticide resistance loci in malaria mosquitoes. Genome Res. 2019;29:1250–1261.
137. Bright A.T., Tewhey R., Abeles S., Chuquiyauri R., Llanos-Cuentas A., Ferreira M.U., Schork N.J., Vinetz J.M., Winzeler E.A. Whole genome sequencing analysis of plasmodium vivax using whole genome capture. BMC Genom. 2012;13:262.
138. Da Veiga Leal S., Ward D., Campino S., Benavente E.D., Ibrahim A., Claret T., Isaias V., Monteiro D., Clark T.G., Goncalves L., et al. Drug resistance profile and clonality of plasmodium falciparum parasites in Cape Verde: The 2017 malaria outbreak. Malar. J. 2021;20:172.
139. Bright A.T., Alenazi T., Shokoples S., Tarning J., Paganotti G.M., White N.J., Houston S., Winzeler E.A., Yanow S.K. Genetic analysis of primaquine tolerance in a patient with relapsing vivax malaria. Emerg Infect. Dis. 2013;19:802–805.
140. Fola A.A., Kattenberg E., Razook Z., Lautu-Gumal D., Lee S., Mehra S., Bahlo M., Kazura J., Robinson L.J., Laman M., et al. SNP barcodes provide higher resolution than microsatellite markers to measure plasmodium vivax population genetics. Malar. J. 2020;19:1–15.
141. Auburn S., Barry A.E. Dissecting malaria biology and epidemiology using population genetics and genomics. Int. J. Parasitol. 2017;47:77–85.
142. Shen H.M., Chen S.B., Wang Y., Xu B., Abe E.M., Chen J.H. Genome-wide scans for the identification of plasmodium vivax genes under positive selection. Malar. J. 2017;16:1–12.
143. Park C., Qian W., Zhang J. Genomic evidence for elevated mutation rates in highly expressed genes. EMBO Rep. 2012;13:1123–1129. 140.Hupalo D.N., Luo Z., Melnikov A., Sutton P.L., Rogov P., Escalante A., Vallejo A.F., Herrera S., Arévalo-Herrera M., Fan Q., et al. Population genomics studies identify signatures of global dispersal and drug resistance in plasmodium vivax. Nat. Genet. 2016;48:953–958.
144. Chen S.B., Wang Y., Kassegne K., Xu B., Shen H.M., Chen J.H. Whole-genome sequencing of a plasmodium vivax clinical isolate exhibits geographical characteristics and high genetic variation in China-Myanmar border area. BMC Genom. 2017;18:1–11.
145. Shi S.M., Shi T.Q., Chen S.B., Cui Y.B., Kassegne K., Okpeku M., Chen J.H., Shen H.M. Genome-wide scans for Ghanaian plasmodium falciparum genes under selection from local and Chinese host populations. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2021;11:1–10.
146. Mu J., Myers R.A., Jiang H., Liu S., Ricklefs S., Waisberg M., Chotivanich K., Wilairatana P., Krudsood S., White N.J., et al. Plasmodium falciparum genome-wide scans for positive selection, recombination hot spots and resistance to antimalarial drugs. Nat. Genet. 2010;42:268–271.
147. Ibrahim A., Diez Benavente E., Nolder D., Proux S., Higgins M., Muwanguzi J., Gomez Gonzalez P.J., Fuehrer H.P., Roper C., Nosten F., et al. Selective whole genome amplification of plasmodium malariae DNA from clinical samples reveals insights into population structure. Sci. Rep. 2020;10:1–11.
148. Chan E.R., Menard D., David P.H., Ratsimbasoa A., Kim S., Chim P., Do C., Witkowski B., Mercereau-Puijalon O., Zimmerman P.A., et al. Whole genome sequencing of field isolates provides robust characterization of genetic diversity in plasmodium vivax. PLoS Negl. Trop. Dis. 2012;6:1–9.
149. Obaldia N., Baro N.K., Calzada J.E., Santamaria A.M., Daniels R., Wong W., Chang H.H., Hamilton E.J., Arevalo-Herrera M., Herrera S., et al. Clonal outbreak of plasmodium falciparum infection in Eastern Panama. J. Infect. Dis. 2015;211:1087–1096.
150. Korbel J.O., Urban A.E., Affourtit J.P., Godwin B., Grubert F., Simons J.F., Kim P.M., Palejev D., Carriero N.J., Du L., et al. Paired-end mapping reveals extensive structural variation in the human genome. Science. 2007;318:420–426.
151. Huckaby A.C., Granum C.S., Carey M.A., Szlachta K., Al-Barghouthi B., Wang Y.H., Guler J.L. Complex DNA structures trigger copy number variation across the plasmodium falciparum genome. Nucleic Acids Res. 2019;47:1615–1627.
152. Simam J., Rono M., Ngoi J., Nyonda M., Mok S., Marsh K., Bozdech Z., Mackinnon M. Gene copy number variation in natural populations of plasmodium falciparum in Eastern Africa. BMC Genom. 2018;19:1–15.
153. Wang Z., Guo J., Guo Y., Yang Y., Teng T., Yu Q., Wang T., Zhou M., Zhu Q., Wang W., et al. Genome-wide detection of CNVs and association with body weight in sheep based on 600k SNP arrays. Front. Genet. 2020;11:1–14.
154. Beghain J., Langlois A.C., Legrand E., Grange L., Khim N., Witkowski B., Duru V., Ma L., Bouchier C., Ménard D., et al. Plasmodium copy number variation scan: Gene copy numbers evaluation in haploid genomes. Malar. J. 2016;15:1–6.
155. Eastman R.T., Dharia N.V., Winzeler E.A., Fidock D.A. Piperaquine resistance is associated with a copy number variation on chromosome 5 in drug-pressured plasmodium falciparum parasites. Antimicrob. Agents Chemother. 2011;55:3908–3916.
156. Ravenhall M., Benavente E.D., Sutherland C.J., Baker D.A., Campino S., Clark T.G. An Analysis of large structural variation in global plasmodium falciparum isolates identifies a novel duplication of the chloroquine resistance associated gene. Sci. Rep. 2019;9:1–8.
157. Auburn S., Campino S., Miotto O., Djimde A.A., Zongo I., Manske M., Maslen G., Mangano V., Alcock D., MacInnis B., et al. Characterization of within-host plasmodium falciparum diversity using next-generation sequence data. PLoS ONE. 2012;7:e32891.
158. Murray L., Mobegi V.A., Duffy C.W., Assefa S.A., Kwiatkowski D.P., Laman E., Loua K.M., Conway D.J. Microsatellite genotyping and genome-wide single nucleotide polymorphism-based indices of plasmodium falciparum diversity within clinical infections. Malar. J. 2016;15:1–6.
159. De Roode J.C., Helinski M.E.H., Anwar M.A., Read A.F. Dynamics of multiple infection and within-host competition in genetically diverse malaria infections. Am. Nat. 2005;166:531–542.
160. Nkhoma S.C., Trevino S.G., Gorena K.M., Nair S., Khoswe S., Jett C., Garcia R., Daniel B., Dia A., Terlouw D.J., et al. Co-transmission of related malaria parasite lineages shapes within-host parasite diversity. Cell Host Microbe. 2020;27:93–103.
161. Guiguemde T., Zampa O., Kazienga A., Derra K., Valea I., Lefevre T., Ouedraogo J., Diallo-Nakanabo S., Sondo P., Tinto H., et al. Genetically diverse plasmodium falciparum infections, within-host competition and symptomatic malaria in humans. Sci. Rep. 2019;9:1–9.
162. Bushman M., Antia R., Udhayakumar V., de Roode J.C. Within-host competition can delay evolution of drug resistance in malaria. PLoS Biol. 2018;16:1–25.
163. Nkhoma S.C., Trevino S.G., Gorena K.M., Nair S., Khoswe S., Jett C., Garcia R., Daniel B., Dia A., Terlouw D.J., et al. Resolving within-host malaria parasite diversity using single-cell sequencing. BioRxiv. 2018;10:391268.
164. Early A.M., Lievens M., MacInnis B.L., Ockenhouse C.F., Volkman S.K., Adjei S., Agbenyega T., Ansong D., Gondi S., Greenwood B., et al. Host-mediated selection impacts the diversity of plasmodium falciparum antigens within infections. Nat. Commun. 2018;9:1–10.
166. Gwarinda H.B., Tessema S.K., Raman J., Greenhouse B., Birkholtz L.M. Parasite genetic diversity reflects continued residual malaria transmission in vhembe district, a hotspot in the limpopo province of South Africa. Malar. J. 2021;20:1–13.
167. Trevino S.G., Nkhoma S.C., Nair S., Daniel B.J., Moncada K., Khoswe S., Banda R.L., Nosten F., Cheeseman I.H. High-resolution single-cell sequencing of malaria parasites. Genome Biol. Evol. 2017;9:3373–3383.
168. Su X.Z., Lane K.D., Xia L., Sá J.M., Wellems T.E. Plasmodium genomics and genetics: New insights into malaria pathogenesis, drug resistance, epidemiology, and evolution. Clin. Microbiol. Rev. 2019;32:1–29.
169. World Health Organization Status report on artemisinin resistance and ACT efficacy. World Health Organ. 2018;10:1–6.
170. Hall N., Carlton J. Comparative genomics of malaria parasites. Curr. Opin. Genet. Dev. 2005;15:609–613.
171. Otto T.D., Rayner J.C., Böhme U., Pain A., Spottiswoode N., Sanders M., Quail M., Ollomo B., Renaud F., Thomas A.W., et al. Genome sequencing of chimpanzee malaria parasites reveals possible pathways of adaptation to human hosts. Nat. Commun. 2014;5:1–9.
172. Cowell A.N., Istvan E.S., Lukens A.K., Gomez-Lorenzo M.G., Vanaerschot M., Sakata-Kato T., Flannery E.L., Magistrado P., Owen E., Abraham M., et al. Mapping the malaria parasite druggable genome by using in vitroevolution and chemogenomics. Science. 2018;359:191–199. Slater H.C., Griffin J.T., Ghani A.C., Okell L.C. Assessing the potential impact of artemisinin and partner drug resistance in Sub-Saharan Africa. Malar. J. 2016;15:1–11.
173. Tacoli C., Gai P.P., Bayingana C., Sifft K., Geus D., Ndoli J., Sendegeya A., Gahutu J.B., Mockenhaupt F.P. Artemisinin resistance-associated K13 polymorphisms of plasmodium falciparum in Southern Rwanda, 2010–2015. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2016;95:1090–1093.
174. Raobela O., Andriantsoanirina V., Rajaonera D.G., Rakotomanga T.A., Rabearimanana S., Ralinoro F., Ménard D., Ratsimbasoa A. Efficacy of artesunate-amodiaquine in the treatment of falciparum uncomplicated malaria in Madagascar. Malar. J. 2018;17:5–11.
175. Byakika-Kibwika P., Nyakato P., Lamorde M., Kiragga A.N. Assessment of parasite clearance following treatment of severe malaria with intravenous artesunate in Ugandan Children enrolled in a randomized controlled clinical trial PACTR201110000321348 PACTR. Malar. J. 2018;17:4–9.
176. Park D.J., Lukens A.K., Neafsey D.E., Schaffner S.F., Chang H.H., Valim C., Ribacke U., Van Tyne D., Galinsky K., Galligan M., et al. Sequence-based association and selection scans identify drug resistance loci in the plasmodium falciparum malaria parasite. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012;109:13052–13057.
177. Diakité S.A.S., Traoré K., Sanogo I., Clark T.G., Campino S., Sangaré M., Dabitao D., Dara A., Konaté D.S., Doucouré F., et al. A comprehensive analysis of drug resistance molecular markers and Plasmodium falciparum genetic diversity in two malaria endemic sites in Mali. Malar. J. 2019;18:1-9.
178. Apinjoh T., Ouattara A., Titanji V., Djimde A., Amambua-Ngwa A. Genetic diversity and drug resistance surveillance of plasmodium falciparum for malaria elimination: Is there an ideal tool for resource-limited Sub-Saharan Africa? Malar. J. 2019;18:1–12.
179. Cravo P., Napolitano H., Culleton R. How genomics is contributing to the fight against artemisinin-resistant malaria parasites. Acta Trop. 2015;148:1–7.
180. Flannery E.L., Wang T., Akbari A., Corey V.C., Gunawan F., Bright A.T., Abraham M., Sanchez J.F., Santolalla M.L., Baldeviano G.C., et al. Next-generation sequencing of plasmodium vivax patient samples shows evidence of direct evolution in drug-resistance genes. ACS Infect. Dis. 2016;1:367–379.
178.Nsanzabana C., Ariey F., Beck H.P., Ding X.C., Kamau E., Krishna S., Legrand E., Lucchi N., Miotto O., Nag S., et al. Molecular assays for antimalarial drug resistance surveillance: A target product profile. PLoS ONE. 2018;13:e0204347.
179.Price R.N., Auburn S., Marfurt J., Cheng Q. Phenotypic and genotypic characterisation of drug-resistant plasmodium vivax. Trends Parasitol. 2012;28:522–529.
180.Vegyari C., Underwood A., Kekre M., Argimon S., Muddyman D., Abrudan M., Carlos C., Donado-Godoy P., Okeke I.N., Ravikumar K.L., et al. Whole-genome sequencing as part of national and international surveillance programmes for antimicrobial resistance: A roadmap. BMJ Glob. Health. 2020;5:e002244.
181.Bambini S., Rappuoli R. The use of genomics in microbial vaccine development. Drug Discov. Today. 2009;14:252–260.
182.Conway D.J. Paths to a malaria vaccine illuminated by parasite genomics. Trends Genet. 2015;31:97–107.
184. Fowkes F.J.I., Richards J.S., Simpson J.A., Beeson J.G. The relationship between anti-merozoite antibodies and incidence of plasmodium falciparum malaria: A systematic review and meta-analysis. PLoS Med. 2010;7:e1000218.
185. Cowman A.F., Berry D., Baum J. The cellular and molecular basis for malaria parasite invasion of the human red blood cell. J. Cell Biol. 2012;198:961–971.
186. Kassegne K., Abe E.M., Chen J.H., Zhou X.N. Immunomic approaches for antigen discovery of human parasites. Expert Rev. Proteom. 2016;13:1091–1101.
187. Zhou D., Zhang D., Ding G., Shi L., Hou Q., Ye Y., Xu Y., Zhou H., Xiong C., Li S., et al. Genome sequence of anopheles sinensis provides insight into genetics basis of mosquito competence for malaria parasites. BMC Genom. 2014;15:1–13.
187.Sharma A., Jangid K., Shouche Y. Microbes, mosquitoes and malaria. Curr. Sci. 2012;103:254.
188. Boissière A., Tchioffo M.T., Bachar D., Abate L., Marie A., Nsango S.E., Shahbazkia H.R., Awono-Ambene P.H., Levashina E.A., Christen R., et al. Midgut microbiota of the malaria mosquito vector anopheles gambiae and interactions with plasmodium falciparum infection. PLoS Pathog. 2012;8:1–12.
189. World Health Organisation World Malaria Report. 2020, Available online: https://www.who.int/malaria/publications/world-repot-malaria-report-2019/en.
190. Zhang S.-S., Zhou S.-S., Zhou Z.-B., Chen T.-M., Wang X.-Z., Zhou X.-N., Frutos R., et al. Monitoring of malaria vectors at the China-Myanmar border while approaching malaria elimination. Parasites Vectors. 2018;11:1–12.
191. Karunasena V.M., Marasinghe M., Koo C., Wickremasinghe R., et al. The first introduced malaria case reported from Sri Lanka after elimination: Implications for preventing the re-introduction of malaria in recently eliminated countries. Malar. J. 2019;18:1–10.
192. Premaratne R., Wickremasinghe R., Ranaweera D., Gunasekera W.M., Hevawitharana M., Pieris L., Fernando D., Mendis K. Technical and operational underpinnings of malaria elimination from Sri Lanka. Malar. J. 2019;18:1–12.
193. Chang X., Zhong D., Wang X., Bonizzoni M., Li Y., Zhou G., Cui L., Wei X., Yan G. Genomic variant analyses in pyrethroid resistant and susceptible malaria vector, anopheles sinensis. G3 Genes Genomes Genet. 2020;10:2185–2193.
194. Muhammad A., Ibrahim S.S., Mukhtar M.M., Irving H., Abajue M.C., Edith N.M.A., Dau S.S., Paine M.J.I., Wondji C.S. High pyrethroid/DDT resistance in major malaria vector anopheles coluzzii from Niger-delta of Nigeria is probably driven by metabolic resistance mechanisms. PLoS ONE. 2021;16:e0247944.
194. Awolola T.S., Adeogun A., Olakiigbe A.K., Oyeniyi T., Olukosi Y.A., Okoh H., Arowolo T., Akila J., Oduola A., Amajoh C.N. Pyrethroids resistance intensity and resistance mechanisms in anopheles Gambiae from malaria vector surveillance sites in Nigeria. PLoS ONE. 2018;13:e0205230.
195. Hunt R.H., Brooke B.D., Pillay C., Koekemoer L.L., Coetzee M. Laboratory selection for and characteristics of pyrethroid resistance in the malaria vector anopheles funestus. Med. Vet. Entomol. 2005;19:271–275.
196. Cook J., Tomlinson S., Kleinschmidt I., Corbel V., Cornelie S., et al. Implications of insecticide resistance for malaria vector control with long-lasting insecticidal nets: Trends in pyrethroid resistance during a WHO—Coordinated multi-country prospective study 11 medical and health sciences 1117 public health and health services. Parasites Vectors. 2018;11:1–10.
197. Mint Mohamed Lemine A., Ould Lemrabott M.A., Niang E.H.A., Basco L.K., Bogreau H., Faye O., Ould Mohamed Salem Boukhary A. Pyrethroid resistance in the major malaria vector anopheles arabiensis in Nouakchott, Mauritania. Parasites Vectors. 2018;11:344.
199.Akuamoah-Boateng Y., Brenyah R.C., Kwarteng S.A., Obuam P., Owusu-Frimpong I., Agyapong A.K., Badu K. Malaria transmission, vector diversity, and insecticide resistance at a peri-urban site in the forest zone of Ghana. Front. Trop. Dis. 2021;2:739771.
200. Rinker D.C., Pitts R.J., Zwiebel L.J. Disease vectors in the era of next generation sequencing. Genome Biol. 2016;17:1–11.
201. Rohani A., Ahmad Fakhriy H., Suzilah I., Zurainee M.N., Wan Najdah W.M.A., Mohd Ariffin M., Mohamad Shakirudin N., Mohd Afiq M.S., Jenarun J., Tanrang Y., et al. Indoor and outdoor residual spraying of a novel formulation of deltamethrin K-Othrine® (Polyzone) for the control of simian malaria in Sabah, Malaysia. PLoS ONE. 2020;15:e0230860.
202. Scudellari M. Self-destructing mosquitoes and sterilized rodents: The promise of gene drives. Nature. 2019;571:160–163.
203. Carballar-Lejarazú R., Ogaugwu C., Tushar T., Kelsey A., Pham T.B., Murphy J., Schmidt H., Lee Y., Lanzaro G.C., James A.A. Next-generation gene drive for population modification of the malaria vector mosquito, anopheles gambiae. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2020;117:22805–22814.
204. Jiang X., Peery A., Hall A.B., Sharma A., Chen X.G., Waterhouse R.M., Komissarov A., Riehle M.M., Shouche Y., Sharakhova M.V., et al. Genome analysis of a major urban malaria vector mosquito, anopheles stephensi. Genome Biol. 2014;15:459.
205. Ghurye J., Koren S., Small S.T., Redmond S., Howell P., Phillippy A.M., Besansky N.J. A Chromosome-scale assembly of the major african malaria vector anopheles funestus. Gigascience. 2019;8:giz063.
206. .Nag S., Kofoed P.-E., Ursing J., Lemvigh C.K., Allesøe R.L., Rodrigues A., Svendsen C.A., Jensen J.D., Alifrangis M., Lund O., et al. Direct whole-genome sequencing of plasmodium falciparum specimens from dried erythrocyte spots. Malar. J. 2018;17:91.
207. Auburn S., Marfurt J., Maslen G., Campino S., Ruano Rubio V., Manske M., MacHunter B., Kenangalem E., Noviyanti R., Trianty L., et al. Effective preparation of plasmodium vivax field isolates for high-throughput whole genome sequencing. PLoS ONE. 2013;8:e53160.
208. Auburn S., Campino S., Clark T.G., Djimde A.A., Zongo I., Pinches R., Manske M., Mangano V., Alcock D., Anastasi E., et al. An effective method to purify plasmodium falciparum DNA directly from clinical blood samples for whole genome high-throughput sequencing. PLoS ONE. 2011;6:e22213.
209. Taylor B.J., Martin K.A., Arango E., Maestre A., Yanow S.K. Real-time PCR detection of plasmodium directly from whole blood and filter paper samples. Malar. J. 2011;10:1–8.
210. Amambua-Ngwa A., Amenga-Etego L., Kamau E., Amato R., Ghansah A., Golassa L., Randrianarivelojosia M., Ishengoma D., Apinjoh T., Maïga-Ascofaré O., et al. Major subpopulations of plasmodium falciparum in Sub-Saharan Africa. Science. 2019;365:813–816.
211. Ishengoma D.S., Saidi Q., Sibley C.H., Roper C., Alifrangis M. Deployment and utilization of next-generation sequencing of plasmodium falciparum to guide anti-malarial drug policy decisions in Sub-Saharan Africa: Opportunities and challenges. Malar. J. 2019;18:1–10.
212. Oakeson K.F., Wagner J.M., Mendenhall M., Rohrwasser A., Atkinson-Dunn R. Bioinformatic analyses of whole-genome sequence data in a public health laboratory. Emerg. Infect. Dis. 2017;23:1441.
213. Miles A., Iqbal Z., Vauterin P., Pearson R., Campino S., Theron M., Gould K., Mead D., Drury E., O’Brien J., et al. Indels, structural variation, and recombination drive genomic diversity in plasmodium falciparum. Genome Res. 2016;26:1288–1299.
214. Cowell A.N., Valdivia H.O., Bishop D.K., Winzeler E.A. Exploration of plasmodium vivax transmission dynamics and recurrent infections in the Peruvian Amazon using whole genome sequencing. Genome Med. 2018;10:1–12.
215. Oyola S.O., Ariani C.V., Hamilton W.L., Kekre M., Amenga-Etego L.N., Ghansah A., Rutledge G.G., Redmond S., Manske M., Jyothi D., et al. Whole genome sequencing of plasmodium falciparum from dried blood spots using selective whole genome amplification. Malar. J. 2016;15:597.
216. Cowell A.N., Loy D.E., Sundararaman S.A., Valdivia H., Fisch K., Lescano A.G., Baldeviano G.C., Durand S., Gerbasi V., Sutherland C.J., et al. Selective whole-genome amplification is a robust method that enables scalable whole-genome sequencing of plasmodium vivax from unprocessed clinical samples. MBio. 2017;8:e02257-16.
217. Li H., Yang B., Hu H., Wang W., Wang W., Li X., Li C., Huang G. Observation on parasite density in the early stage of vivax malaria. Zhongguo Ji Sheng Chong Xue Yu Ji Sheng Chong Bing Za Zhi. 1994;12:119–121.
218. Iskandar K., Molinier L., Hallit S., Sartelli M., Hardcastle T.C., Haque M., Lugova H., Dhingra S., Sharma P., Islam S., et al. Surveillance of antimicrobial resistance in low- and middle-income countries: A scattered picture. Antimicrob. Resist. Infect. Control. 2021;10:1–19.
219. Farhat M.R., Shapiro B.J., Kieser K.J., Sultana R., Victor T.C., Warren R.M., Streicher E.M., Calver A., Sloutsky A., et al. Genomic analysis identifies targets of convergent positive selection in drug-resistant mycobacterium tuberculosis. Nat. Genet. 2013;45:1183–1189.
220. Chewapreecha C., Marttinen P., Croucher N.J., Salter S.J., Harris S.R., Mather A.E., Hanage W.P., Goldblatt D., Nosten F.H., Turner C., et al. Comprehensive identification of single nucleotide polymorphisms associated with beta-lactam resistance within pneumococcal mosaic genes. PLoS Genet. 2014;10:e1004547.
221. Peters J., Cresswell F., Amor L., Cole K., Dean G., Didelot X., De Silva D., Eyre D.W., Paul J. Whole genome sequencing of neisseria gonorrhoeae reveals transmission clusters involving patients of mixed HIV serostatus. Sex. Transm. Infect. 2018;94:138–143.
222. Penedos A.R., Myers R., Hadef B., Aladin F., Brown K.E. Assessment of the utility of whole genome sequencing of measles virus in the characterisation of outbreaks. PLoS ONE. 2015;10:e0143081.
223. Probert W.S., Glenn-Finer R., Espinosa A., Yen C., Stockman L., Harriman K., Hacker J.K. Molecular epidemiology of measles in California, United States—2019. J. Infect. Dis. 2021;224:1015–1023.
224. Cherukuri P., Vilboux T., Kothiyal P., Black A., Eley G., Huddleston K., Iyer R., Solomon B., Vockley J., Niederhuber J. P-B23 prevalence of ebola viral entry resistance in a diverse population. JAIDS J. Acquir. Immune Defic. Syndr. 2016;71:83.
225. Bwire G., Sack D.A., Almeida M., Li S., Voeglein J.B., Debes A.K., Kagirita A., Buyinza A.W., Orach C.G., Stine O.C. Molecular characterization of vibrio cholerae responsible for cholera epidemics in Uganda by PCR, MLVA and WGS. PLoS Negl. Trop. Dis. 2018;12:e0006492.
226. Liu T., Chen Z., Chen W., Chen X., Hosseini M., Yang Z., Li J., Ho D., Turay D., Gheorghe C.P., et al. A benchmarking study of SARS-CoV-2 whole-genome sequencing protocols using COVID-19 patient samples. IScience. 2021;24:102892.
227. Kirchner S., Power B.J., Waters A.P. Recent advances in malaria genomics and epigenomics. Genome Med. 2016;8:1–17.
228. Adebamowo S.N., Francis V., Tambo E., Diallo S.H., Landouré G., Nembaware V., Dareng E., Muhamed B., Odutola M., Akeredolu T., et al. Implementation of genomics research in Africa: Challenges and recommendations. Glob. Health Action. 2018;11:1419033.
TS.BS. Huỳnh Hồng Quang& CN. Nguyễn Thái Hoàng
Viện Sốt rét-KST-CT Quy Nhơn