Nghiên cứu thí điểm ở Ethiopia
Mekonnen Teferi và cộng sự tiến hành một nghiên cứu ứng dụng LAMP trong chẩn đoán sốt rét không triệu chứng ở phụ nữ mang thai (PNMT) - là một trong các tiêu điểm nguy cơ đáng kể đối với sức khỏe cộng đồng, đặc biệt là ở vùng cận Sahara, Châu Phi. Các công cụ chẩn đoán thông thường, chẳng hạn như KHV và xét nghiệm chẩn đoán nhanh (RDT), thường bỏ sót các trường hợp nhiễm bệnh ở mật độ KSTSR thấp. Mục tiêu là đánh giá hiệu quả của chiến lược sàng lọc và điều trị bằng công nghệ khuếch đại đẳng nhiệt vòng lặp (LAMP) so với phương pháp điều trị tiêu chuẩn nhằm cải thiện sức khỏe bà mẹ và trẻ sơ sinh ở vùng nông thôn Ethiopia - nơi việc điều trị dự phòng gián đoạn trong thai kỳ chưa được thực hiện.
Họ đã tiến hành một thử nghiệm ngẫu nhiên thực tế về kết quả chẩn đoán tại tám CSYT (03 BV và 05 TTYT) ở Ethiopia. PNMT từ 18 tuổi trở lên, trong 3 tháng đầu hoặc 3 tháng giữa thai kỳ, được xác định bằng siêu âm, được phân ngẫu nhiên vào nhóm LAMP (trong đó bệnh nhân được xét nghiệm sốt rét bằng LAMP, RDT và soi KHV ở mỗi lần khám, bất kể có triệu chứng sốt rét hay không) hoặc nhóm chăm sóc tiêu chuẩn (trong đó bệnh nhân chỉ được xét nghiệm sốt rét bằng RDT và soi KHV ở những lần khám khi có triệu chứng sốt rét, đây là tiêu chuẩn chăm sóc ở Ethiopia).
Việc phân ngẫu nhiên được thực hiện bởi các nhà quản lý dữ liệu, phân tầng theo số lần mang thai và được thực hiện mà không ngụy trang. Phụ nữ có kết quả xét nghiệm dương tính KSTSR được điều trị bằng artemether-lumefantrine. Kết quả chính là tỷ lệ trẻ sơ sinh sống có cân nặng khi sinh thấp (<2500 g) trong cả nhóm điều trị theo ý định (ITT; tất cả những người tham gia được phân ngẫu nhiên) và nhóm theo phác đồ (những người tham gia có ghi nhận cân nặng khi sinh). Họ đã đánh giá hiệu quả chẩn đoán (độ nhạy, độ đặc hiệu, giá trị dự đoán dương tính và âm tính) của LAMP, RDT và KHV bằng cách so sánh chúng với một phương pháp tham chiếu phân tử. Thử nghiệm này đã được đăng ký trên ClinicalTrials.gov ( NCT03754322 ) và đã hoàn thành.
2425 phụ nữ đã được tuyển chọn tham gia nghiên cứu từ ngày 18.6.2021 đến ngày 19.7.2023 (1570 [64,7%] được phân bổ ngẫu nhiên vào nhóm LAMP và 855 [35,3%] vào nhóm chăm sóc tiêu chuẩn). Họ không đạt được cỡ mẫu được xác định trước là 2583. Sau khi xử lý dữ liệu thiếu, phân tích ITT bao gồm 1570 phụ nữ với 1521 ca sinh sống trong nhóm LAMP và 855 phụ nữ với 842 ca sinh sống trong nhóm chăm sóc tiêu chuẩn. Trong số những trẻ sinh sống này, tỷ lệ trẻ sơ sinh nhẹ cân khi sinh không khác biệt giữa nhóm LAMP (74 [4,9%] trong số 1521 trẻ) và nhóm chăm sóc tiêu chuẩn (39 [4,6%] trong số 842 trẻ; tỷ số chênh[OR] 1,24 [khoảng tin cậy 95% CI 0,70-2,18]; p=0,65). Phân tích theo phác đồ cho thấy kết quả tương tự (33 [3,4%] trong số 968 trẻ ở nhóm LAMP so với 18 [3,4%] trong số 525 trẻ ở nhóm chăm sóc tiêu chuẩn; OR 0,99 [0,56–1,82]; p>0,99). Trong quần thể thử nghiệm này, LAMP có độ nhạy cao hơn (94,1% [95% CI 90,0–96,9]) so với KHV (67,2% [60,3-73,6]) và RDT (67,6% [60,8-74,0]). Độ đặc hiệu là 99,0% (95% CI 98,6-99,3) với LAMP, 99,7% (99,5-99,9) với KHV và 99,97% (99,8-100) với RDT.
Giá trị dự đoán dương tính của LAMP (84,6% [95% CI 79,2-89,0]) thấp hơn so với cả phương pháp soi KHV (93,2% [87,8-96,7]) và RDT (99,3% [96,1-100]). Giá trị dự đoán âm tính của LAMP (99,7% [99,4-99,8]) cao hơn so với cả phương pháp soi KHV (98,1% [97,6-98,5]) và RDT (98,2% [97,7-98,6]). Các biến cố bất lợi thường gặp bao gồm đau đầu (95 [6,1%] trong số 1570 người tham gia nhóm LAMP và 37 [4,3%] trong số 855 người tham gia nhóm chăm sóc tiêu chuẩn) và sinh non (82 [5,2%] trong số 1570 người tham gia nhóm LAMP và 58 [6,8%] trong số 855 người tham gia nhóm chăm sóc tiêu chuẩn). Các biến cố bất lợi nghiêm trọng bao gồm nhập viện (20 [1,3%] trong số 1570 người tham gia nhóm LAMP và bốn [0,5%] trong số 855 người tham gia nhóm chăm sóc tiêu chuẩn) và các tình trạng đe dọa tính mạng (16 [1,0%] trong số 1570 người tham gia nhóm LAMP và hai [0,2%] trong số 855 người tham gia nhóm chăm sóc tiêu chuẩn). Không có biến cố bất lợi nào liên quan đến can thiệp chẩn đoán LAMP.
Trong thử nghiệm, không có lợi ích nào của xét nghiệm LAMP so với phương pháp điều trị tiêu chuẩn về tình trạng trẻ sơ sinh nhẹ cân. Xét nghiệm LAMP chính xác hơn trong việc phát hiện bệnh sốt rét ở phụ nữ mang thai so với phương pháp soi KHV và RDT. Các nghiên cứu quy mô lớn hơn trong tương lai nên đánh giá tác động của các xét nghiệm có độ nhạy cao, bao gồm cả trong các bối cảnh lây truyền khác.
Thử nghiệm này có một số hạn chế:
+ Thứ nhất, bệnh sốt rét nhau thai được đánh giá bằng PCR thay vì mô học, điều này có thể không phản ánh đúng bệnh lý nhau thai và có thể giải thích tỷ lệ phát hiện thấp trong thử nghiệm này;
+ Thứ hai, tỷ lệ phụ nữ được sàng lọc nhưng quyết định không tham gia không được ghi nhận, do đó không thể đánh giá sai lệch;
+ Thứ ba, chỉ có 1493 (61,6%) trong số 2425 người tham gia có cân nặng khi sinh được ghi lại và do đó hoàn thành nghiên cứu. Sự hao hụt này rất quan trọng và có thể gây ra sai lệch. Ví dụ, những người không hoàn thành nghiên cứu có nồng độ hemoglobin của mẹ thấp hơn, tỷ lệ thiếu máu của mẹ cao hơn và có nguồn gốc không cân xứng từ các khu vực có tỷ lệ lây truyền cao, điều này có thể ảnh hưởng đến khả năng khái quát hóa của các phát hiện. Phân tích ITT đã cố gắng tính đến sai lệch này bằng cách điền dữ liệu bị thiếu, nhận thấy tỷ lệ sinh nhẹ cân, nhỏ so với tuổi thai và sinh non tăng nhẹ trong phân tích ITT so với phân tích theo phác đồ, cũng như cân nặng khi sinh thấp hơn, tất cả đều phù hợp với hướng của sai lệch này. Tỷ lệ bỏ cuộc không đáng ngạc nhiên, vì báo cáo về kế hoạch chuyển đổi ngành y tế của Bộ Y tế Ethiopia cho thấy tỷ lệ tiếp xúc với dịch vụ chăm sóc trước sinh, tỷ lệ đỡ đẻ có chuyên môn và tỷ lệ bao phủ dịch vụ chăm sóc sau sinh lần lượt là 43%, 50% và 34%;
+ Thứ tư, vì không đạt được cỡ mẫu mong muốn là 2583 và tỷ lệ mắc bệnh sốt rét nhìn chung tương đối thấp, nên thử nghiệm này thiếu tính hiệu quả. Việc tính toán cỡ mẫu dựa trên tỷ lệ trẻ sơ sinh nhẹ cân cao hơn so với tỷ lệ quan sát được trong thử nghiệm. Sự khác biệt này có thể được giải thích một phần bởi thực tế là cân nặng khi sinh được ghi nhận thường được làm tròn đến 100 g gần nhất hoặc đôi khi đến 500 g gần nhất. Tỷ lệ trẻ sơ sinh nhẹ cân tăng khoảng 2% khi chúng tôi sử dụng mô hình hỗn hợp hữu hạn so với cân nặng khi sinh được ghi nhận cho thấy tỷ lệ phân loại sai cân nặng khi sinh thấp có thể xảy ra do ưu tiên chữ số, mặc dù tỷ lệ phân loại sai thực tế có thể cao hơn. Mặc dù không có sự khác biệt về việc làm tròn giữa hai nhóm, nhưng việc làm tròn đến 500 g gần nhất xảy ra thường xuyên hơn gần gấp đôi tại BV Gebretsadik Shewa và TTYT Uffa, cả hai đều nằm trong khu vực có tỷ lệ lây truyền thấp. Sự khác biệt này có thể đã ảnh hưởng đến các mô hình hồi quy của chúng tôi, được phân tầng theo tình trạng lây truyền. Tuy nhiên, vì hai nhóm có tỷ lệ trẻ sơ sinh nhẹ cân tương tự nhau cả trước và sau khi tính đến hiện tượng tập trung dữ liệu bằng mô hình hỗn hợp hữu hạn, chúng tôi không tin rằng kết quả chính bị ảnh hưởng bởi sự ưu tiên chữ số. Thay vào đó, việc phân loại sai trẻ sơ sinh nhẹ cân, đặc biệt là do hiện tượng tập trung dữ liệu ở mức 2500 g, dường như đã ảnh hưởng đến cả hai nhóm một cách tương đối đồng đều, dẫn đến việc đánh giá thấp tỷ lệ trẻ sơ sinh nhẹ cân nói chung;
+ Thứ năm, yếu tố bên ngoài như bất ổn dân sự và đại dịch COVID-19 ảnh hưởng đến việc duy trì người tham gia và tiến độ tổng thể thử nghiệm, dù đã kéo dài thời gian thực hiện vượt quá kế hoạch. Những yếu tố này có thể đã ảnh hưởng đến tính nhất quán của việc thu thập dữ liệu và khả năng duy trì các giao thức thử nghiệm nghiêm ngặt, có khả năng ảnh hưởng đến kết quả;
+ Thứ sáu, thiết kế ngẫu nhiên hóa và tuyển chọn khác nhau trên thực tế giữa các địa điểm do các trường hợp bất khả kháng: xung đột chính trị dẫn đến việc đóng cửa tạm thời các địa điểm, không có phụ nữ bị nhiễm sốt rét tại các địa điểm, thách thức về chuỗi cung ứng thuốc thử xét nghiệm và gián đoạn nhân sự để hỗ trợ tuyển dụng. Do đó, thử nghiệm mang tính thực tiễn và phản ánh bối cảnh hạn chế nguồn lực mà nghiên cứu được tiến hành;
+ Thứ bảy, chúng tôi đã thảo luận về ảnh hưởng của việc tiến hành thử nghiệm trên ba môi trường lây truyền khác nhau (tức là thấp, trung bình và cao). Mặc dù điều này cung cấp cái nhìn sâu sắc về hiệu quả của LAMP trong các môi trường khác nhau, nhưng nó cũng tạo ra sự biến đổi có thể làm lu mờ việc phát hiện sự khác biệt giữa nhóm LAMP và nhóm điều trị tiêu chuẩn;
+ Cuối cùng, khoảng tin cậy chồng chéo cho thấy một số phát hiện sẽ không vững chắc về mặt thống kê trên tất cả các môi trường, vì tỷ lệ nhiễm trùng dưới kính hiển vi khác nhau tùy theo khu vực.
Việc triển khai xét nghiệm LAMP trong chăm sóc trước sinh ở Ethiopia gặp khó khăn do yếu tố chi phí. Xét nghiệm nhanh và soi KHV có chi phí vật tư tiêu hao rẻ hơn đáng kể so với LAMP. Tuy nhiên, xét đến những cải thiện trong việc phát hiện các nhiễm KSTSR ở mức độ thấp và những tác động tiềm tàng đến sự tăng cân của trẻ sơ sinh được thấy trong các phân tích hậu kiểm, cần có thêm đánh giá ở cấp độ nghiên cứu và chính sách.Việc phát hiện sốt rét ở PNMT bằng xét nghiệm LAMP không cho thấy sự khác biệt đáng kể về tần suất trẻ sơ sinh nhẹ cân so với phương pháp điều trị tiêu chuẩn, kết quả chính của nghiên cứu. Hơn nữa, không có sự khác biệt về các kết quả phụ. Phân tích thăm dò hậu kiểm cho thấy LAMP phát hiện nhiều ca sốt rét hơn, đặc biệt là các ca nhiễm sốt rét ở mức độ nhẹ trong môi trường lây truyền thấp đến trung bình, nhưng cần thận trọng khi diễn giải kết quả này. Việc phát hiện tăng lên này có thể liên quan đến việc tăng cân tốt hơn trong 28 ngày đầu sau khi sinh. Cần có thêm các nghiên cứu để khám phá những phát hiện này trong các bối cảnh dịch tễ học sinh thái đa dạng, đặc biệt là nơi sử dụng IPTp-SP, và đánh giá bất kỳ lợi ích lâu dài tiềm năng nào của can thiệp chẩn đoán dựa trên LAMP đối với bệnh sốt rét ở PNMT. Phân tích hiệu quả chi phí cũng cần thiết trước khi triển khai LAMP trong chăm sóc thường quy.
Xét nghiệm LAMP để chẩn đoán bệnh sốt rét nhập khẩu: Tổng quan hệ thống
Spinello Antinori và cộng sự triển khai phương pháp khuếch đại đẳng nhiệt vòng lặp (LAMP) là một phương pháp phân tử để phát hiện bệnh sốt rét mới được đưa ra thị trường gần đây. LAMP rất dễ thực hiện và không yêu cầu thiết bị và đào tạo chuyên sâu, do đó đáp ứng tiêu chuẩn của một xét nghiệm sàng lọc chẩn đoán tại chỗ. Đánh giá tổng quan này tập trung vào vai trò của LAMP trong chẩn đoán sốt rét ở các khu vực không phải là vùng dịch tễ. Dựa trên các dữ liệu từ nguồn PubMed, Embase, Scopus và Google Scholar sử dụng các từ khóa tìm kiếm sau: 'Malaria LAMP' kết hợp với 'sốt rét nhập khẩu' hoặc 'sốt rét ở khách du lịch' hoặc 'khu vực không phải là vùng dịch tễ' hoặc 'vùng không phải là vùng dịch tễ' hoặc 'sàng lọc sốt rét' hoặc 'chẩn đoán sốt rét'. Chúng tôi cũng đã xem xét các tài liệu tham khảo của mỗi bài báo để tìm kiếm các nghiên cứu hoặc báo cáo có thể chưa được xác định trong quá trình tìm kiếm của chúng tôi.
Nhìn chung, 18 nghiên cứu bao gồm 6289 mẫu thử nghiệm với 1663 trường hợp chẩn đoán sốt rét được xác nhận đã được thu thập. Hầu hết các nghiên cứu này (13/18, 72,2%) được thực hiện ở Châu Âu và gần một nửa là nghiên cứu hồi cứu. 14 nghiên cứu (77,8%) sử dụng phản ứng RT-PCR hoặc PCR lồng làm phương pháp tham chiếu để xác nhận chẩn đoán sốt rét. Độ nhạy của LAMP dao động từ 93,9-100% và độ đặc hiệu từ 93,8-100% với giá trị dự đoán âm tính là 99,6-100%. Tỷ lệ kết quả không hợp lệ được báo cáo cần phải lặp lại xét nghiệm dao động từ 0,01-5,7%, nhưng trong phần lớn các trường hợp, chúng được giải quyết bằng phân tích thứ cấp.Tại các quốc gia không phải là vùng dịch tễ, việc áp dụng xét nghiệm LAMP để sàng lọc chẩn đoán sốt rét dường như cho kết quả tốt hơn so với các phương pháp thông thường. Tuy nhiên, soi KHV máu vẫn rất cần thiết để xác định loài Plasmodium, định lượng KSTSR trong máu và quản lý hiệu quả các trường hợp sốt rét.
Thay lời kết, nhìn chung xét nghiệm LAMP có giá trị trong chẩn đoán sốt rét tại các vùng SRLH thấp đến cao, từ ca nội địa đến ca nhập khẩu, và một số nghiên cứu gần đây còn áp dụng LAMP trong chẩn đoán phân biệt nguồn gốc muỗi Anophelesspp. nhập khẩu từ quốc gia khác về. Trong giai đoạn tiền loại trừ và LTSR thì xét nghiệm LAMP phù hợp cho cả điều kiện sàng lọc và chẩn đoán, đặc biệt tại điều kiến thực địa rất hữu ích để tăng độ bao phủ chẩn đoán và điều trị ca bệnh, thúc đẩy nhanh tiến trình LTSR trên thế giới cũng như ở Việt Nam.
(Hết)
Tài liệu tham khảo
1. Antinori S, Galimberti L, Giannelli E, et al. Prospective observational study of fever in hospitalized returning travellers and migrants from tropical areas, 1997–2001. J Travel Med. 2004;11:135–42.
2. Wilson ME, Weld LH, Boggild A, et al. Fever in returned travellers: results from the GeoSentinel Surveillance Network. Clin Infect Dis. 2007;44:1560–8.
3. WHO. World malaria report 2020: 20 years of global progress and challenge. Geneva: World Health Organization; 2020. Licence: CC BY-NC-SA 3.0 IGO.
4. European Centre for Disease Prevention and Control. ECDC. Annual epidemiological report for 2018. Stockholm: ECDC; 2020. Malaria.
5. Mace KE, Lucchi NW, Tan KR. Malaria surveillance-United States, 2017. MMWR. 2021;70(2):1–35.
6. Garcia LS. Malaria update for the clinical microbiology laboratory: a new species, Plasmodium knowlesi, and new diagnostic tests. Clin Microbiol Newsletter. 2010;32:127–33.
7. Hanscheid T, Melo-Cristino J, Pinto BG. Automated detection of malaria pigment in white blood cells for the diagnosis of malaria in Portugal. Am J Trop Med Hyg. 2001;64:290–2.
8. Chilton D, Malik AN, Armstrong M, Kettelhut M, Parker-Williams J, Chiodini PL. Use of rapid diagnostic tests for diagnosis of malaria in the UK. J Clin Pathol. 2006;59:862-6.
9. Vernelen K, Barbé B, Gillet P, Van Esbroeck M, China B, Jacobs J. Photo-based external quality assessment of malaria rapid diagnostic tests in a non-endemic setting. PloS One. 2018;13(8):e0201622.
10. Orish VN, De-Gaulle VF, Sanyaolu AO. Interpreting rapid diagnostic test (RDT) for Plasmodium falciparum. BMC Research Notes. 2018;11:850.
11. Hanscheid T, Grobusch MP. How useful is PCR in the diagnosis of malaria? Trends Parasitol. 2002;18:395–8.
12. Chiodini PL. LAMP in the context of travellers’ malaria: a shining light? Travel Med Infect Dis. 2015;13:126–7.
13. Yerlikaya S, Campillo A, Gonzalez IJ. A systematic review: performance of rapid diagnostic tests for the detection of Plasmodium knowlesi, Plasmodium malariae, and Plasmodium ovale monoinfections in human blood. J Infect Dis. 2018;218:265–76.
14. Antinori S, Piazza M, Calattini S, et al. Subacute malaria due to Plasmodium falciparum and the role of polymerase chain reaction. Clin Infect Dis. 2001;33:1614–5.
15. Berry A, Benoit-Vical F, Fabre R, Cassaing S, Magnaval JF. PCR-based methods to the diagnosis of imported malaria. Parasite. 2008;15:484–8.
16. Nijhuis RHT, van Lieshout L, Verweij JJ, Claas ECJ, Wessels E. Multiplex real-time PCR for diagnosing malaria in a non-endemic setting: A prospective comparison to conventional methods. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2018;37:2323–9.
17. Charpentier E, Benichou E, Pages A, et al. Performance evaluation of different strategies based on microscopy techniques, rapid diagnostic test and molecular loop-mediated isothermal amplification assay for the diagnosis of imported malaria. Clin Microbiol Infect. 2020;26:115–21.
18. Hartmeyer GN, Hoegh SV, Skov MN, Kemp M. Use of loop-mediated isothermal amplification in a resource-saving strategy for primary malaria screening in a non-endemic setting. Am J Trop Med Hyg. 2019;100:566–71.
19. Polley SD, Mori Y, Watson J, et al. Mitochondrial DNA targets increase sensitivity of malaria detection using loop-mediated isothermal amplification. J Clin Microbiol. 2010;48:2866–71.
20. Polley SD, Gonzalez IJ, Mohamed D, et al. Clinical evaluation of a loop-mediated amplification kit for diagnosis of imported malaria. J Infect Dis. 2013;208:637–44.
21. Marti H, Stalder C, Gonzalez IJ. Diagnostic accuracy of a LAMP kit for diagnosis of imported malaria in Switzerland. Travel Med Infect Dis. 2015;13:167–71.
22. Lucchi NW, Ljolje D, Silva-Flannery L, Udhayakumar V. Use of malachite green-loop mediated isothermal amplification for detection of Plasmodium spp. parasites. Plos One. 2016;11:e0151437.
23. Mohon AN, Da-Yeong Lee L, Bayih AG, et al. NI-NA-LAMP compared to microscopy, RDT, and nested PCR fort the detection of imported malaria. Diagn Microbiol Infect Dis. 2016;85:149–53.
24. Van Gool T, Verhaar N, Wentink E, et al. The Illumigene® malaria and Illumigene malaria plus assays: new and highly effective screening tools for malaria in western laboratory settings. 27th ECCMID; Vienna. 22–25 April 2017; p. OS0857.
25. Cuadros J, Martin Ramirez A, Gonzalez IJ, et al. LAMP kit for diagnosis of non-falciparum malaria in Plasmodium ovale infected patients. Malar J. 2017;16:20.
26. Perera RS, Ding XC, Tully F, et al. Development and clinical performance of high throughput loop-mediated isothermal amplification for detection of malaria. Plos One. 2017;12(2):e0171126.
27. Rypien C, Chow B, Chan WW, Church DL, Pillai DR. Detection of Plasmodium infection by the illumigene malaria assay compared to reference microscopy and real-time PCR. J Clin Microbiol. 2017;55:3037–45.
28. De Koninck A-S, Cnops L, Hofmans M, Jacobs J, Van den Bossche D, Philippé J. Diagnostic performance of the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) based Illumigene® malaria assay in a non-endemic region. Malar J. 2017;16:418.
29. Ponce C, Kaczorowski F, Perpoint T, et al. Diagnostic accuracy of loop-mediated isothermal amplification (LAMP) for screening patients with imported malaria in a non-endemic setting. Parasite. 2017;24:53.
30. Cheaveau J, Nguyen H, Chow B, et al. Clinical validation of a commercial LAMP test for ruling out malaria in returning travellers: a prospective diagnostic trial. Open Forum Infect Dis. 2018;5(11):ofy260.
31. Frickmann H, Hinz R, Rojak S, et al. Evaluation of automated loop-mediated amplification (LAMP) for routine malaria detection in blood samples of German travellers - A cross-sectional study. Travel Med Infect Dis. 2018;24:25–30.
32. Kollenda H, Hagen RM, Hanke M, et al. Poor diagnostic performance of a species-specific loop-mediated isothermal amplification (LAMP) platform for malaria. Eur J Microbiol Immunol. 2018;8:112-8.
33. Vincent JP, Komaki-Yasuda K, Iwagami M, Kawai S, Kano S. Combination of PURE-DNA extraction and LAMP-DNA amplification methods for accurate malaria diagnosis on dried blood spots. Malar J. 2018;17:373.
34. Burdino E, Calleri G, Ghisetti V. Added value of loop-mediated isothermal amplification technology (LAMP) in real life for the diagnosis of malaria in travellers. J Travel Med. 2019;26(7):taz052.
35. Notomi T, Okayama H, Masubuchi H, et al. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Res. 2000;28:E63.
36. Britton S, Cheng Q, Grigg MJ, et al. Sensitive detection of Plasmodium vivax using a high-throughput, colorimetric loop mediated isothermal amplification (HtLAMP) platform: a potential novel tool for malaria elimination. Plos Neglect Trop Dis. 2016;10(2):e0004443.
37. Mori Y, Nagamine K, Tomita N, Notomi T. Detection of loop-mediated isothermal amplification reaction by turbidity derived from magnesium pyrophosphate formation. Biochem Biophys Res Commun. 2001;289:150–4.
38. Kiddle G, Herdinge P, Buttigieg N, et al. GMO detection using a bioluminescent real time reporter (BART) of loop-mediated isothermal amplification (LAMP) suitable for field use. BMC Biotechnol. 2012;12:15.
39. Sema M, Alemu A, Bayih A, et al. Evaluation of non-instrumented nucleic acid amplification by loop-mediated isothermal amplification (NINA-LAMP) for the diagnosis of malaria in Northwest Ethiopia. Malar J. 2015;14:44.
40. Poon LL, Wong BW, Ma EH, et al. Sensitive and inexpensive molecular test for falciparum malaria detecting Plasmodium falciparum DNA directly from heat-treated blood by loop-mediated isothermal amplification. Clin Chem. 2006;52:303–6.
41. Han E-T, Watanabe R, Sattabongkot J, et al. Detection of four Plasmodium species and genus- and species-specific loop-mediated isothermal amplification for clinical diagnosis. J Clin Microbiol. 2007;45:2521–28.
42. Antinori S, Mediannikov O, Corbellino M, et al. Louse-borne relapsing fever (Borrelia recurrentis) in a Somali refugee arriving in Italy: a re-emerging infection in Europe? Plos Negl Trop Dis. 2016;10(5):e0004522.
43. Jelinek T, Bisoffi Z, Bonazzi L, et al. Cluster of African trypanosomiasis in travellers to Tanzanian national parks. Emerg Infect Dis. 2002;8(6):634–5.
44. Antinori S, Galimberti L, Grande R, et al. Chagas disease knocks on our door: a cross-sectional study among Latin American immigrants in Milan, Italy. Clin Microbiol Infect. 2018;24:1340.e1–1340e6.
45. Selvarajah D, Naing C, Htet Htet N, Mak JW. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) test for diagnosis of uncomplicated malaria in endemic areas: a meta-analysis of diagnostic test accuracy. Malar J. 2020;19:211.
46. Faulde MK, Rueda LM, Khaireh BA. First record of the Asian malaria vector Anopheles stephensi and its possible role in the resurgence of malaria in Djibouti, Horn of Africa. Acta Trop. 2014;139:39–43.
47. World Health Organization. WHO initiative to stop the spread of Anopheles stephensi in Africa. 2023. update [cited 2023 Aug 15]. https://www.who.int/publications/i/item/WHO-UCN-GMP-2022.06
48. World Health Organization. Vector alert: Anopheles stephensi invasion and spread: Horn of Africa, the Republic of the Sudan and surrounding geographical areas, and Sri Lanka: information note. 2019. [cited 2019 Sep 1]. https://iris.who.int/handle/10665/326595
49. Emiru T, Getachew D, Murphy M, Sedda L, Ejigu LA, Bulto MG, et al. Evidence for a role of Anopheles stephensi in the spread of drug- and diagnosis-resistant malaria in Africa. Nat Med. 2023;29:3203–11. 10.1038/s41591-023-02641-9
50. Faulde MK, Pages F, Uedelhoven W. Bioactivity and laundering resistance of five commercially available, factory-treated permethrin-impregnated fabrics for the prevention of mosquito-borne diseases: the need for a standardized testing and licensing procedure. Parasitol Res. 2016;115:1573–82. 10.1007/s00436-015-4892-2.
51. Balkew M, Mumba P, Yohannes G, Abiy E, Getachew D, Yared S, et al. An update on the distribution, bionomics, and insecticide susceptibility of Anopheles stephensi in Ethiopia, 2018-2020. Malar J. 2021;20:263. 10.1186/s12936-021-03801-3
52. inka ME, Pironon S, Massey NC, Longbottom J, Hemingway J, Moyes CL, et al. A new malaria vector in Africa: Predicting the expansion range of Anopheles stephensi and identifying the urban populations at risk. Proc Natl Acad Sci U S A. 2020;117:24900–8. 10.1073/pnas.2003976117
53. Hamlet A, Dengela D, Tongren JE, Tadesse FG, Bousema T, Sinka M, et al. The potential impact of Anopheles stephensi establishment on the transmission of Plasmodium falciparum in Ethiopia and prospective control measures. BMC Med. 2022;20:135. 10.1186/s12916-022-02324-1
54. World Health Organization. Vector alert: Anopheles stephensi invasion and spread in Africa and Sri Lanka. 2022. [cited 2022 Oct 15]. https://iris.who.int/handle/10665/365710
55. US President’s Malaria Initiative. Responding to Anopheles stephensi [cited 2023 Feb 22]. https://www.pmi.gov/what-we-do/entomological-monitoring/anstephensi
56. Coetzee M. Key to the females of Afrotropical Anopheles mosquitoes (Diptera: Culicidae). Malar J. 2020;19:70. 10.1186/s12936-020-3144-9.
57. Ahmed A, Irish SR, Zohdy S, Yoshimizu M, Tadesse FG. Strategies for conducting Anopheles stephensi surveys in non-endemic areas. Acta Trop. 2022;236:106671. 10.1016/j.actatropica.2022.106671.
58. Singh OP, Kaur T, Sharma G, Kona MP, Mishra S, Kapoor N, et al. Molecular tools for early detection of invasive malaria vector Anopheles stephensi mosquitoes. Emerg Infect Dis. 2023;29:36–44. 10.3201/eid2901.220786
59. Garg N, Ahmad FJ, Kar S. Recent advances in loop-mediated isothermal amplification (LAMP) for rapid and efficient detection of pathogens. Curr Res Microb Sci. 2022;3:100120. 10.1016/j.crmicr.2022.100120.
60. New England Biolabs. NEB LAMP primer design tool version 1.4.1 [cited 2023 May 1]. https://www.neb.com/en-us/neb-primer-design-tools/neb-primer-design-tools
61. Mishra S, Sharma G, Das MK, Pande V, Singh OP. Intragenomic sequence variations in the second internal transcribed spacer (ITS2) ribosomal DNA of the malaria vector Anopheles stephensi. PLoS One. 2021;16:e0253173. 10.1371/journal.pone.0253173.
62. Notomi T, Okayama H, Masubuchi H, Yonekawa T, Watanabe K, Amino N, et al. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Res. 2000;28:E63. 10.1093/nar/28.12.e63.
63. Nagamine K, Hase T, Notomi T. Accelerated reaction by loop-mediated isothermal amplification using loop primers. Mol Cell Probes. 2002;16:223–9. 10.1006/mcpr.2002.0415.
64. Bonizzoni M, Afrane Y, Yan G. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) for rapid identification of Anopheles gambiae and Anopheles arabiensis mosquitoes. Am J Trop Med Hyg. 2009;81:1030–4. 10.4269/ajtmh.2009.09-0333
65. BEI Resources Malaria Research and Reference Reagent Resource Center (MR4) [cited 2023 Jun 15]. https://www.beiresources.org/About/MR4Home.aspx
66. Ochomo EO, Milanoi S, Abong’o B, Onyango B, Muchoki M, Omoke D, et al. Detection of Anopheles stephensi mosquitoes by molecular surveillance, Kenya. Emerg Infect Dis. 2023;29:2498–508. 10.3201/eid2912.230637.
67. Folmer O, Black M, Hoeh W, Lutz R, Vrijenhoek R. DNA primers for amplification of mitochondrial cytochrome c oxidase subunit I from diverse metazoan invertebrates. Mol Mar Biol Biotechnol. 1994;3:294-9.
68. Gillies MT, Coetzee M. A supplement to the Anophelinae of Africa South of the Sahara. Publ South African Institute for Medical Research Journal. 1987;55:1–143.
69. World Health Organization. Malaria threats map [cited 2023 Aug 7]. https://apps.who.int/malaria/maps/threats
70. Sherrard-Smith E, Skarp JE, Beale AD, Fornadel C, Norris LC, Moore SJ, et al. Mosquito feeding behavior and how it influences residual malaria transmission across Africa. Proc Natl Acad Sci U S A. 2019;116:15086–95. 10.1073/pnas.1820646116
71. Scott JA, Brogdon WG, Collins FH. Identification of single specimens of the Anopheles gambiae complex by the polymerase chain reaction. Am J Trop Med Hyg. 1993;49:520–9. 10.4269/ajtmh.1993.49.520.
72. Carter TE, Yared S, Gebresilassie A, Bonnell V, Damodaran L, Lopez K, et al. First detection of Anopheles stephensi Liston, 1901 (Diptera: culicidae) in Ethiopia using molecular and morphological approaches. Acta Trop. 2018;188:180–6. 10.1016/j.actatropica.2018.09.001
73. Chitnis N, Smith T, Steketee R. A mathematical model for the dynamics of malaria in mosquitoes feeding on a heterogeneous host population. J Biol Dyn. 2008;2:259–85. 10.1080/17513750701769857
74. Yakob L, Yan G. Modeling the effects of integrating larval habitat source reduction and insecticide treated nets for malaria control. PLoS One. 2009;4:e6921. 10.1371/journal.pone.0006921
75. Dye C. The analysis of parasite transmission by bloodsucking insects. Annu Rev Entomol. 1992;37:1–19. 10.1146/annurev.en.37.010192.000245.
76. A. Amir, F.-W. Cheong, J.R. De Silva, Y.-L. Lau (2018). Diagnostic tools in childhood malaria. Parasit Vectors, 11 (1) (2018), p. 53
77. Aydin-Schmidt et al., 2017. Field evaluation of a high throughput loop mediated isothermal amplification test for the detection of asymptomatic plasmodium infections in Zanzibar. PLoS One, 12 (1) (2017), p. e0169037
78. Aydin-Schmidt B. Aydin-Schmidt, W. Xu, I.J. González, S.D. Polley, D. Bell, D. Shakelyet al., 2014. Loop mediated isothermal amplification (LAMP) accurately detects malaria DNA from filter paper blood samples of low density parasitaemia. PLoS One, 9 (8) (2014), p. e10390
79. Billo M.A. Billo, M. Diakité, A. Dolo, M. Diallo, B. Poudiougou, S.I. Diawara, et al. 2013. Inter-observer agreement according to malaria parasite density. Malar J, 12 (2013), p. 335.
80. Britton S. Britton, Q. Cheng, J.S. McCarthy 2016.Novel molecular diagnostic tools for malaria elimination: a review of options from the point of view of high-throughput and applicability in resource limited settings. Malar J [Internet] (2016), p. 15
81. J. Cheaveau, H. Nguyen, B. Chow, D. Marasinghe, A.N. Mohon, H. Yuan, et al.2018. Clinical validation of a commercial LAMP test for ruling out malaria in returning travelers: a prospective diagnostic trial. Open Forum Infect Dis, 5 (11) (2018), p. ofy260
82. J.-H. Chen, F. Lu, C.S. Lim, J.-Y. Kim, H.-J. Ahn, I.-B. Suh, et al.2010. Detection of Plasmodium vivax infection in the Republic of Korea by loop-mediated isothermal amplification (LAMP). Acta Trop, 113 (1) (2010), pp. 61-65
83. J. Cook, B. Aydin-Schmidt, I.J. González, D. Bell, E. Edlund, M.H. Nassor, et al. 2015. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP) for point-of-care detection of asymptomatic low-density malaria parasite carriers in Zanzibar. Malar J, 14 (2015), p. 43
84. J. Cuadros, A. Martin Ramírez, I.J. González, X.C. Ding, R. Perez Tanoira, G. Rojo-Marcos, et al.2017. LAMP kit for diagnosis of non-falciparum malaria in Plasmodium ovale infected patients. Malar J., 16 (1) (2017), p. 20
85. J. Cuadros, R. Pérez-Tanoira, L. Prieto-Pérez, I. Martin-Martin, P. Berzosa, V. González, et al. 2015. Field evaluation of malaria microscopy. Rapid malaria tests and loop-mediated isothermal amplification in a rural hospital in South Western Ethiopia. PLoS One, 10 (11) (2015), p. e0142842
86. A.-S. De Koninck, L. Cnops, M. Hofmans, J. Jacobs, D. Van den Bossche, J. Philippé 2017. Diagnostic performance of the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) based illumigene® malaria assay in a non-endemic region. Malar J, 16 (1) (2017), p. 418
87. S.-D. Dinzouna-Boutamba, H.-W. Yang, S.-Y. Joo, S. Jeong, B.-K. Na, N. Inoue, et al.2014. The development of loop-mediated isothermal amplification targeting alpha-tubulin DNA for the rapid detection of Plasmodium vivax. Malar J, 13 (2014), p. 248
88. H. Frickmann, R. Hinz, S. Rojak, I. Bonow, S. Ruben, C. Wegner, et al. 2018. Evaluation of automated loop-mediated amplification (LAMP) for routine malaria detection in blood samples of German travelers – a cross-sectional study. Travel Med Infect Dis, 24 (2018), pp. 25-30
89. Z. Ghayour Najafabadi, H. Oormazdi, L. Akhlaghi, A.R. Meamar, M. Nateghpour, L. Farivar, et al. 2014. Detection of Plasmodium vivax and Plasmodium falciparum DNA in human saliva and urine: loop-mediated isothermal amplification for malaria diagnosi. Acta Trop, 136 (2014), pp. 44-49
90. S. Girma, J. Cheaveau, A.N. Mohon, D. Marasinghe, R. Legese, N. Balasingam, et al.Prevalence and epidemiological characteristics of asymptomatic malaria based on ultrasensitive diagnostics: a cross-sectional study. Clin Infect Dis Off Publ Infect Dis Soc Am (2018), p. 11
91. E.-T. Han, R. Watanabe, J. Sattabongkot, B. Khuntirat, J. Sirichaisinthop, H. Iriko, et al. 2007. Detection of four Plasmodium species by genus- and species-specific loop-mediated isothermal amplification for clinical diagnosis. J Clin Microbiol, 45 (8) (2007), pp. 2521-2528
92. G.N. Hartmeyer, S.V. Hoegh, M.N. Skov, M. Kemp 2019. Use of loop-mediated isothermal amplification in a resource-saving strategy for primary malaria screening in a non-endemic setting. Am J Trop Med Hyg (2019), p. 1
93. K. Hayashida, K. Kajino, H. Simukoko, M. Simuunza, J. Ndebe, et al. 2017. Direct detection of falciparum and non-falciparum malaria DNA from a drop of blood with high sensitivity by the dried-LAMP system. Parasit Vectors, 10 (1) (2017), p. 26
94. H. Hopkins, I.J. González, S.D. Polley, P. Angutoko, J. Ategeka, et al 2013. Highly sensitive detection of malaria parasitemia in a malaria-endemic setting: performance of a new loop-mediated isothermal amplification kit in a remote clinic in Uganda. J Infect Dis, 208 (4) (2013), pp. 645-652
95. H. Kaur, R. Sehgal, D. Bansal, A.A. Sultan, A. Bhalla, S.C. Singhi 2018. Development of visually improved loop mediated isothermal amplification for the diagnosis of Plasmodium vivax malaria in a tertiary hospital in Chandigarh, North India. Am J Trop Med Hyg, 98 (5) (2018), pp. 1374-1381
96. H. Kollenda, R.M. Hagen, M. Hanke, S. Rojak, R. Hinz, L. Wassill, et al. 2018. Poor diagnostic performance of a species-specific loop-mediated isothermal amplification (LAMP) platform for malaria. Eur J Microbiol Immunol, 8 (4) (2018), pp. 112-118
97. H.M. Kudyba, J. Louzada, D. Ljolje, K.A. Kudyba, V. Muralidharan, J. Oliveira-Ferreira, et al2019. Field evaluation of malaria malachite green loop-mediated isothermal amplification in health posts in Roraima state, Brazil. Malar J [Internet] (2019), p. 18
98. J. Landier, D.M. Parker, A.M. Thu, V.I. Carrara, K.M. Lwin, C.A. Bonnington, et al. 2016. The role of early detection and treatment in malaria elimination. Malar J [Internet] (2016), p. 15
99. Y.-L. Lau, M.-Y. Fong, R. Mahmud, P.-Y. Chang, V. Palaeya, F.-W. Cheong, et al. 2011. Specific, sensitive and rapid detection of human Plasmodium knowlesi infection by loop-mediated isothermal amplification (LAMP) in blood samples. Malar J, 10 (2011), p. 197
100. Y.-L. Lau, M.-Y. Lai, M.-Y. Fong, J. Jelip, R. Mahmud 2016. Loop-mediated isothermal amplification assay for identification of five human Plasmodium species in Malaysia. Am J Trop Med Hyg, 94 (2) (2016), pp. 336-339
101. N.W. Lucchi, M. Gaye, M.A. Diallo, I.F. Goldman, D. Ljolje, A.B. Deme, et al. 2016. Evaluation of the illumigene malaria LAMP: a robust molecular diagnostic tool for malaria parasites. Sci Rep, 6 (2016), p. 36808
102. N.W. Lucchi, D. Ndiaye, S. Britton, V. Udhayakumar 2018. Expanding the malaria molecular diagnostic options: opportunities and challenges for loop-mediated isothermal amplification tests for malaria control and elimination. Expert Rev Mol Diagn, 18 (2) (2018), pp. 195-203
103. P. McCreesh, D. Mumbengegwi, K. Roberts, M. Tambo, J. Smith, B. Whittemore, et al. 2018. Subpatent malaria in a low transmission African setting: a cross-sectional study using rapid diagnostic testing (RDT) and loop-mediated isothermal amplification (LAMP) from Zambezi region, Namibia. Malar J, 17 (1) (2018), p. 480
104. S. Nema, A.K. Verma, P.K. Bharti 2019. Strengthening diagnosis is key to eliminating malaria in India. Lancet Infect Dis, 19 (12) (2019), pp. 1277-1278
105. T. Notomi, H. Okayama, H. Masubuchi, T. Yonekawa, K. Watanabe, N. Amino, et al. 2000. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Res, 28 (12) (2000), p. E63
106. R. Ocker, Y. Prompunjai, S. Chutipongvivate, P. Karanis 2016. Malaria diagnosis by loop-mediated isothermal amplification (LAMP) in Thailand. Rev Inst Med Trop Sao Paulo, 58 (2016), p. 27
107. K.A. Piera, A. Aziz, T. William, D. Bell, I.J. González, B.E. Barber, et al. 2017. Detection of Plasmodium knowlesi, Plasmodium falciparum and Plasmodium vivax using loop-mediated isothermal amplification (LAMP) in a co-endemic area in Malaysia. Malar J, 16 (1) (2017), p. 2
108. S.D. Polley, I.J. González, D. Mohamed, R. Daly, K. Bowers, J. Watson, et al. 2013.Clinical evaluation of a loop-mediated amplification kit for diagnosis of imported malaria. J Infect Dis, 208 (4) (2013), pp. 637-644
109. S.D. Polley, Y. Mori, J. Watson, M.D. Perkins, I.J. González, T. Notomi, et al.2010. Mitochondrial DNA targets increase sensitivity of malaria detection using loop-mediated isothermal amplification. J Clin Microbiol, 48 (8) (2010), pp. 2866-2871
110. C. Ponce, F. Kaczorowski, T. Perpoint, P. Miailhes, A. Sigal, E. Javouhey, et al. 2017. Diagnostic accuracy of loop-mediated isothermal amplification (LAMP) for screening patients with imported malaria in a non-endemic setting. Parasite Paris Fr, 24 (2017), p. 53
TS.BS. Huỳnh Hồng Quang & CN. Nguyễn Thái Hoàng
Viện Sốt rét-KST-CT Quy Nhơn